بهینه سازی کالوس زایی و باززایی دو توده بومی گیاه دارویی شنبلیله (Trigonella foenum– graecum) در شرایط درون شیشه ای

علوم باغبانی

مقاله 3، دوره 31، شماره 1، خرداد 1396، صفحه 180-189   

نوع مقاله: مقالات پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jhorts4.v0i0.49180

نویسندگان

حسن حسنی جیفرودی¹؛ مهدی محب الدینی^{* 2}؛ بهروز اسماعیل پور²؛ اسماعیل چمنی¹

¹محقق اردبیلی

²دانشگاه محقق اردبیلی

چکیده

شنبلیله با نام علمی Trigonella foenum– graecum گیاهی یکساله از تیره بقولات است. ریشه، برگ و بذر آن دارای ترکیبات دارویی مهمی می‌باشد. تحقیق حاضر به منظور تعیین مناسبترین غلظت تنظیم کننده‌های رشد گیاهی برای تولید گیاهچه‌های درون‌شیشه‌ای با استفاده از ریزنمونه‌های کوتیلدون و هیپوکوتیل دو ژنوتیپ ایرانی (اردستانی و نیشابوری) شنبلیله انجام گرفت. ریزنمونه‌ها در محیط کشت MS حاوی تنظیم کننده‌های رشد گیاهی IBAو TDZ جهت القای کالوس و باززایی مستقیم کشت گردیدند. در این آزمایش از دو ترکیب TDZ + IBAاستفاده شد. در ترکیب اول، IBA دارای 4 سطح (0، 1/0، 3/0، 5/0 میلی‌گرم در لیتر) و TDZ دارای 5 سطح (0، 2/0، 4/0، 6/0، 8/0 میلی‌گرم در لیتر) و در ترکیب دوم، IBA دارای 4 سطح (0، 05/0، 1/0، 15/0 میلی‌گرم در لیتر) و TDZ دارای 7 سطح (0، 2/0، 25/0، 3/0، 35/0، 4/0، 45/0 میلی‌گرم در لیتر) بودند. آزمایش‌ها بصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با 4 تکرار انجام گرفت. نتایج آزمایش نشان داد که ریزنمونه‌های کوتیلدون و هیپوکوتیل ژنوتیپ‌های اردستانی و نیشابوری کالوس‌زایی کردند، در حالیکه باززایی مستقیم تنها در ریزنمونه‌های هیپوکوتیل ژنوتیپ‌ها مشاهده شد. بیشترین درصد کالوس‌زایی ریزنمونه‌های کوتیلدون (75 درصد) در ژنوتیپ نیشابوری و در محیط کشت MS حاوی IBAmg l-1 5/0 + TDZmg l-1 4/0 بدست آمد. همچنین بیشترین درصد کالوس‌زایی ریزنمونه‌های هیپوکوتیل (75 درصد) در ژنوتیپ اردستانی مشاهده شد که در محیط کشت MS حاوی IBAmg l-1 5/0 + TDZmg l-1 8/0 بدست آمد. بیشترین درصد باززایی مستقیم (5/37 درصد) در ریزنمونه‌های هیپوکوتیل ژنوتیپ نیشابوری در محیط کشت MS حاوی IBAmg l-1 05/0 +TDZmg l-1 35/0 حاصل شد.

کلیدواژه‌ها

بقولات؛ ریزنمونه؛ کوتیلدون؛ محیط کشت MS؛ هیپوکوتیل

مراجع

1- Aasim M., Hussain N., Umer E.M., Zubair M., Hussain S.B., Saeed S.H., Rafique T.S., and Sancak C. 2010. In-vitro shoot regeneration of fenugreek (Trigonellafoenum-graecum L.) using different cytokinins. African Journal of Biotechnology, 42: 7174-7179.

2- Afshari E., Ranjbar G.A., Kazemitabar S.K., Riasat M., and Kazemi H. 2011. Callus induction, somatic embryogenesis and plant regeneration in fenugreek (Trigonellafoenum-graecum L.). Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 27(1):147-160. (In Persian with English abstract)

3- Apte S.S., Kokate C.K., and Rambhau D. 1987. Relation between electro kinetic potentials and growth in callus cultures of Trigonellafoenum-graecum. Journal of Biosciences, 12(4): 393-397.

4- Bhaskaran S., and Smith R.H. 1990. Regeneration in cereal tissue cultural. Crop Sciences, 30: 1329-1336.

5- Chhibba I.M., Nayyar V.K., Kanwar J.S. 2007. Influence of mode and source of applied iron on fenugreek (Trigonellacorniculata L.) in a typicustochrept in punjab, India. African Journal of Biotechnology, 9: 254-256.

6- Han Y., Jin X., Wu F., and Zhang G. 2011. Genotypic differences in callus induction and plant regeneration from mature embryos of barley, Hordeumvulgare L. Journal of Zhejiang University Science, 5: 399-407.

7- Hutchinson M.J., and Saxena P.K. 1996. Acetylsalicylic acid enhances and synchronizes thidiazuron-induced somatic embryogenesis in geranium tissue culture. Plant Cell Reproduction, 15: 512-515.

8- Khan M.B., Khan M.A., and Sheikh M. 2005. Effect of phosphorus levels on growth and yield of fenugreek. African Journal of Biotechnology, 7: 504-507.

9- Khawar K.M., Gulbitti- Onarici S., Coecue S., Erisen S., Sancak C., and Ozcan S. 2004. In vitro crown galls induced by Agrobacterium tumefaciens strain A281 (pTiBo542) in Trigonellafoenum-graecum. Biologia Plant arum, 48(3):441-444.

10- Lu D.Y., Davey M.R., and Cooking E.C. 1982. Somatic embryogenesis from mesophyll protoplasts of Trigonella corniculata (leguminosae). Plant Cell Reports, 1(6):278-280.

11- Magyar-Tabori K., Dobranszki J., Teixeira da., and Silva, JA. 2010. The role of cytokinins in shoot organogenesis in apple. Plant Cell Tissue culture, 101: 251-267

12- Niknam V., Razavi N., Ebrahimzadeh H., and Sharifizadeh B. 2006. Effect of Nacl on biomass, protein and proline contents and antioxidant enzymes in seedling and calli of two Trigonella species. Biologia Plant arum, 50(4): 591-596.

13- Oncina R., DelRio J.A, Gomez P., and Ortuno A. 2000. Bioproduction of diosgenin in callus cultures of Trigonella foenum-graecum. Journal of food Chemistry, 70(4): 489-492

14- Pattnaik S., and Chand P.K. 1996. In vitro propagation of the medicinal herbs Ocimum americanum L. syn. O. canum Sims. (hoary basil) and Ocimum sanctum L. (holy basil). Plant Cell Reproduction, 15: 846-850.

15- Provorov N.A., Soskov Y.D., Lutova L.A., Sokolova O.A., and Bairamov S.S. 1996. Investigation of the fenugreek genotypes for fresh weight, seed productivity, symbiotic activity, callus formation and accumulation of steroids. Euphytica, 88(2): 129-138.

16- Rezaeian SH., Lahoty M., and Mahmoodzadeh H. 2010. Investigation of different concentrations of 2,4-D and light conditions on in-vitro callus induction of fenugreek (Trigonella foenum-graecum L.). Quarterly Biological Sciences Islamic Azad University, 3(3):107-114. (in Persian)

17-Tripathi L., and Tripath J.N. 2003. Role of biotechnology in medicinal plants. Tropical Journal of Pharmaceutical Research, 2: 243-253.

18- Zargari A. 1989. Medicinal plants.Tehran university press.pp: 176. (in persion)