بهینه‌سازی محیط‌کشت جهت پینهزایی گیاه خرفه (Portulaca oleracea) و تأثیر عصاره مخمر بر ترکیبات آنتی‌اکسیدان

علوم باغبانی

مقاله 8، دوره 34، شماره 1 - شماره پیاپی 45، خرداد 1399، صفحه 107-118   

نوع مقاله: مقالات پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jhorts4.v34i1.80393

نویسندگان

آزاده صفاریزدی¹؛ علی گنجعلی^{* 1}؛ رضا فرهوش²؛ منیره چنیانی¹

¹گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران

²گروه علوم و صنایع غذایی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران

چکیده

خرفه، Portulaca oleracea، به علت داشتن ترکیبات آنتی‌اکسیدانی فراوان و اسیدهای چرب مهم مانند امگا-3 و 6، به‌عنوان گیاهی ارزشمند مورد توجه می‌باشد. در آزمایش اول ریزنمونه‌های حاصل از دانهال‌های استریل (برگ، ساقه و جوانه انتهایی) در محیط‌کشت‌های MS و ½MS حاوی غلظت‌های 0، 1/0، 3/0 و 5/0 میلی‌گرم در لیتر BAP و NAA در قالب طرح کاملاً تصادفی به منظور توان پینه‌زایی مورد بررسی قرار گرفتند. صفات مورفولوژیکی پینه‌ها پس از 5 ماه رشد در دمای 25 درجه سانتی‌گراد و 16/8 ساعت به ترتیب روشنایی و تاریکی، بررسی شد. مشاهدات مؤید تشکیل پینه‌های بادوام، سبزرنگ و دارای بافت فشرده‌ از ریزنمونه‌های ساقه بودند. بیشترین درصد پینه‌زایی، اندازه، وزن‌تر و خشک پینه به محیط‌کشت MS حاوی غلظت توأم 5/0 میلی‌گرم در لیتر BAP و NAA تعلق داشت. آزمایش دوم با هدف بررسی عصاره مخمر بر محتوای ترکیبات فنلی و ظرفیت آنتی‌اکسیدانی پینه‌های حاصل انجام‌ شد. برای این منظور پینه‌های 21 روزه به محیط‌کشت  MSدارای تیمار هورمونی منتخب آزمایش اول منتقل و با غلظت‌های صفر، 125، 250 و 500 میلی‌گرم در لیتر عصاره مخمر تیمار شدند. بیشترین محتوای فنل (12/664 میلی‌گرم اسید گالیک در صد گرم وزن خشک)، فلاونوئید (25/42 میلی‌گرم کوئرستین در صد گرم وزن خشک) و FRAP (0/787 میکرو مول آهن در گرم وزن خشک) به پینه‌های تیمار شده با 500 میلی‌گرم در لیتر عصاره مخمر تعلق داشت. در این آزمایش حداکثر میزان DPPH IC50 (45/2 میلی‌گرم در میلی‌لیتر) به تیمار شاهد اختصاص داشت.

کلیدواژه‌ها

عصاره مخمر؛ فنل؛ Portulaca oleracea؛ ، BAP؛ NAA

مراجع

1- Abraham F., Bhatt A., Keng C.L., Indrayanto G., and Sulaiman S.F. 2011. Effect of yeast extract and chitosan on shoot proliferation, morphology and antioxidant activity of Curcuma mangga in vitro plantlets. African Journal of Biotechnology 10(40): 7787-7795.

2- Agrawal S., Chandra N., and Kothari S.L. 1989. Plant regeneration in tissue cultures of pepper (Capsicum annuum L. cv. mathania). Plant Cell, Tissue and Organ Culture 16: 47-55.

3- Alagumanian S., Perumal V.S., Balachandar R., Rameshkannan K. and Rao M.V. 2004. Plant regeneration from leaf and stem explants of Solanum trilobatum L. Current Science 86(4): 1478-1480.

4- Alizadeh A. 2015. Essential oil composition, phenolic content, antioxidant, and antimicrobial activity of cultivated Satureja rechingeri Jamzad at different phenological stages. Zeitschrift für Naturforschung C. A Journal of Biosciences 70(3-4): 51-58.

5- Arastefar A., Riahi-Madvar A., Tohid Far M., and Yousefi K. 2014. Investigation of the effects of yeast extract on isoflavone synthase gene expression and some biochemical parameters in Glycine max seedlings. Agricultural Biotechnology Journal 5(3): 1-18. (In Persian with English abstract)

6- Bajaj Y., Furmanowa P.S., and Olszowska O. 1998. Biotechnology of the micropropagation of medicinal and aromatic plants. Medicinal and Aromatic Plants 60-103.

7- Brand-Williams W., Cuvelier M.E., and Berset C. 1995. Use of a free radical method to evaluate antioxidant activity. Food Science and Technology 28(1): 25-30.

8- Chang C-C., Yang M-H., Wen H-M., and Chern J-C. 2002. Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. Journal Food and Drug Analysis 10(3): 178-182.

9- Chouaieb H., Ayadi I., Zouari S., Fakhfakh N., Zaidi S., and Zouari N. 2012. Effect of phenological stage and geographical location on antioxidant activities of Tunisian horehound: Marrubium vulgare L. (Lamiaceae). Journal of Biologically Active Products from Nature 2(4): 232-238.

10- Darvishi A., Kahrizi D., Bahraminezhad S., and Mansouri M. 2017. Study of yeast extract and salicylic acid elicitors effects on percentage of cell survival and the amount of beta-caryophyllene and isopulegone secondary metabolites in Pennyroyal (Mentha pulegium) cell culture. Cellular and Molecular Researches 29: 370-381. (In Persian with English abstract)

11- El-Aziz H.A.A., Sobhy M.H., Kawkab A.A., Azza K.A.E.H., Zeinab A.R., and Wedad A.H. 2014. Chemical and remedial effects of purslane. Life Science Journal 11: 31-42.

12- Elyasi L., Mehrabi A-A., Seyedi M., and Safari Z. 2016. Optimization of callus culture of Bachtiarica satureja L. using different explants and concentrations of growth regulator. Journal of Crop Breeding 8(20): 124-132. (In Persian with English abstract)

13- Esmaeilzadeh Bahabadi S., and Sharifi M. 2013. Physiologic responses of suspension-cultured Linum album Kotschy ex Boiss. Cell to fungal elicitors. Iranian Journal of Plant Biology 5(17): 1-30. (In Persian with English abstract)

14- Gholampour Azizi I., Gorji M., Nouri B., and Rouhi S. 2014. Effect of Saccharomyces cerevisiae yeast in reducing of the amount of Citrinin fungal toxin in wheat flour. Hakim Jorjani Journal 2(2): 25-32. (In Persian with English abstract)

15- Hosseini B., Salimi A., and Sharafi A. 2015. A survey of the effect of explants type, plant growth regulators and activated charcoal on callus induction in Papaver bracteatum. Iranian Journal of Plant Biology 25: 29-42. (In Persian with English abstract)

16- Khawar K.M., Sarihan E.O., Sevimay C.S.S., and Özcan S. 2005. Adventitious shoot regeneration and micropropagation of Plantago lanceolata L. Periodicum Biologorum 107: 113-116.

17- Khorrami Raad M., Bohluli Zanjani S., Ramezani Sayyad A., Maghsudi M., and Kaviani B. 2012. Effect of cultivar, type and age of explants, light conditions and plant growth regulators on callus formation of anthurium. American-Eurasian Journal of Sustainable Agriculture 12(6): 706-712.

18- Magyar-Tabori K., Dobranszki J., Teixeira da Silva J.A., Bulley S.M., and Hudak I. 2010. The role of cytokinins in shoot organogenesis in apple. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 101: 251-267.

19- Murashige T., and Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum 15: 473-97.

20- Oraibi A.G., AlShammari A.A., Mohsien R.A., and Obaid W.J. 2017. Investigation the antibacterial activity of Portulaca oleracea L. tissue cultures in vitro. Journal of Pharmaceutical Research International 18(5): 1-7.

21- Panche A.N., Diwan A.D., and Chandra S.R. 2016. Flavonoids: an Overview. Journal of Nutritional Science 5 (47): 1-15.

22- Peksel A., Arisan-Atac I., and Yanardag R. 2006. Antioxidant activities of aqueous extracts of purslane (Portulaca oleracea subsp. Sativa L.). Italian Journal of Food Science 18: 295-308.

23- Pirian K., and Piri K. 2014. Callus induction in hairy roots of Portulaca oleracea L. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 30(2): 231-238. (In Persian with English abstract)

24- Pitta-Alvarez S.I., Spollansky T.C. and Giulietti A.M. 2000. The influence of different biotic and abiotic elicitors on the production and profile of tropane alkaloids in hairy root cultures of Brugmansia candida. Enzyme and Microbial Technology 26(2-4): 252-258.

25- Punja Z.K., Abbas N., Sarmento C.G., and Tang F.A. 1990. Regeneration of Cucumis sativus vars, sativus and hardwickii, C. melo and C. metuliferus from explants through somatic embryogenesis and organogenesis. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 21(2): 93-102.

26- Radman R., Saez T., Bucke C., and Keshavarz T. 2003. Elicitation of plants and microbial cell systems. Biotechnology and Applied Biochemistry 37: 91-102.

27- Rani N., Joy B., and Emilia Abraham T. 2007. Cell suspension cultures of Portulaca grandiflora as potent catalysts for biotransformation of L-tyrosine into L-DOPA, an anti-parkinson’s drug. Pharmaceutical Biology 45(1): 48-53.

28- Reis A., Kleinowski A.M., and Schuquel Klein F.R. 2017. Callus induction and betacyanin quantification by HPLC/MS-MS in Alternanthera brasiliana L. Kuntze. Hoehnea 44(1): 90-95.

29- Riahi-Madvar A., Yousefi K., and Nasiri-Bezenjani M.A. 2014. Positive effect of Cu and yeast extract elicitors on the content of rosmarinic acid in Melissa offisinalis L. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 30(5): 714-723. (In Persian with English abstract)

30- Safdari Y., and Kazemitabar S.K. 2009. Plant tissue culture study on two different races of purslane (Portulaca oleracea L.). African Journal of Biotechnology 8(21): 5906-5912.

31- Safdari Y., and Kazemitabar S.K. 2010. Direct shoot regeneration, callus induction and plant regeneration from callus tissue in Mose Rose (Portulaca grandiflora L.). Plant Omics Journal 3(2): 47-51.

32- Savitha B.C., Thimmaraju R., Bhagyalakshmi N., and Ravishankar G.A. 2006. Different biotic and abiotic elicitors influence betalain production in hairy root cultures of Beta vulgaris in shake-flask and bioreactor. Process Biotechnology 41: 50-60.

33- Seidel V., Windhovel J., Eaton G., Alfermann A.W., Arroo R.R.J., Medarde M., Petersen M. and Wolley J.G., 2002. Biosynthesis of podophyllotoxin in Linum album cell cultures. Planta 215: 1013-1039.

34- Singleton V.L., and Rossi J.A. 1965. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. The American Journal of Enology and Viticulture 16: 144-158.

35- Sobhanizadeh A., Solouki M., and Bahman Fazeli-Nasab B. 2017. Optimization of callus induction and effects of biological and non-biological elicitors on content of phenol/ flavonoid compounds in Nigella sativa under in-vitro conditions. Journal of Cell & Tissue 8(2): 165-184.

36- Soengas P., Rodriguez V.M., Velasco P., and Cartea M.E. 2018. Effect of temperature stress on antioxidant defenses in Brassica oleracea. ACS Omega 3: 5237-5243.

37- Sroka Z., and Cisowski W. 2003. Hydrogen peroxide scavenging, antioxidant and anti-radical activity of some phenolic acids. Food and Chemical Toxicology 41(6): 753-758.

38- Sulaiman S.F., Sajak A.A.B., Ooi K.L., and Seow E.M. 2011. Effect of solvents in extracting polyphenols and antioxidants of selected raw vegetables. Journal of Food Composition and Analysis 24: 506-515.

39- Wahid A., and Ghazanfar A. 2006. Possible involvement of some secondary metabolites in salt tolerance of sugarcane. Journal of Plant Physiology 163: 723-730.

40- Zhenxia L.I., Dong W., Chen B., and Xinxiang H. 2008. Study on tissue culture of Portulaca oleracea L. Guizhou Agricultural Sciences 3(1):21-27.

41- Złotek U. 2017. Effect of jasmonic acid and yeast extract elicitation on low-molecular antioxidants and antioxidant activity of marjoram (Origanum majorana L.). Acta Scientiarum Polonorum Technologia Alimentaria 16(4): 371-377.

42- Złotek U., and Świeca M. 2015. Elicitation effect of Saccharomyces cerevisiae yeast extract on main health-promoting compounds and antioxidant and anti-inflammatory potential of butter lettuce (Lactuca sativa L.). The Journal of the Science of Food and Agriculture 96(7): 2565-2572.