بررسی فعالیت فتوسیستم II در دو ژنوتیپ بادام تحت تنش خشکی با کاوش در آزمون OJIP

علوم باغبانی

مقاله 2، دوره 37، شماره 4 - شماره پیاپی 60، اسفند 1402، صفحه 901-914   

نوع مقاله: مقالات پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jhs.2023.75794.1150

نویسندگان

مسعود فتاحی^{* 1}؛ شیرین مقدم²

¹گروه کشاورزی، دانشگاه فنی و حرفه‌ای، تهران، ایران

²گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شهرکرد، شهرکرد، ایران

چکیده

به‌منظور بررسی اثر تنش خشکی بر روی دو رقم بادام، از فلورسانس کلروفیل به‌عنوان یک نشانگر زیستی برای ارزیابی فتوسیستم II و پاسخ رشدی استفاده شد. در این تحقیق واکنش دو رقم بادام ’ربیع‘ و ’مامایی‘ پیوند شده بر روی پایه GN15، به رژیم‌های آبیاری (100 درصد ظرفیت زراعی به‌عنوان شاهد و 80 درصد، 60 درصد و 40 درصد ظرفیت زراعی) در آزمایشی گلدانی و گلخانه‌ای بصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملآ تصادفی در سه تکرار مورد ارزیابی قرار گرفت. نتایج نشان داد محدود کردن آب آبیاری باعث کاهش وزن تر و خشک کل گیاهان و همچنین غلظت کلرفیل a، b و کل گردید. همچنین حداکثر فلورسانس (Fm)، حداکثر فلورسانس متغیر (Fv)، حداکثر عملکرد کوانتمی فتوسیستم II (Fv/Fm) و شاخص عملکرد (PI) در اثر تنش خشکی کاهش یافت. میزان کلروفیل a، کل و کارتنوئیدها و همچنین وزن تر و خشک کل به‌ترتیب به میزان 17، 16، 25، 16 و 14 درصد و شاخص‌های فلورسانس کلروفیل (Fv، Fm و Fv/Fm) در رقم ’مامایی‘ بیشتر از رقم ’ربیع‘ بود. فلورسانس متغیر نسبی (Vj) در اثر تنش خشکی افزایش یافت و شدت فلورسانس کلروفیل (Fj و Fi) تحت تأثیر برهمکنش تنش خشکی و رقم قرار گرفت. در بررسی ماتریکس همبستگی رابطه قوی بین شاخص عملکرد (PI) و محتوای کلرفیل کل و وزن تر و خشک کل گیاه وجود داشت. به‌طور کلی تغییر در فلورسانس رقم ’مامایی‘ نسبت به رقم’ربیع‘ کمتر بود و غلظت کلروفیل a و میزان وزن تر و خشک این رقم در این آزمایش بیشتر بود. طبق نتایج بدست آمده به‌نظر می‌رسد رقم ’مامایی‘ نسبت به رقم ’ربیع‘ دارای تحمل بیشتری در برابر محدودیت آبیاری می‌باشد.

کلیدواژه‌ها

فلورسانس؛ کلروفیل؛ کم آبی؛ همبستگی

مراجع

1. Ali, M.A., Jabran, K., Awan, S.I., Abbas, A., Zulkiffal, E.M., Acet, T., Farooq, J., & Rehman, A. (2011). Morphophysiological diversity and its implications for improving drought tolerance in grain sorghum at different growth stages. Australian Journal of Crop Science, 5, 311-320.
2. Apostolova, E.L., Dobrikova, A.G., Ivanova, P.I., & Petkanchin, I.B. (2006). Relationship between the organization of the supercomplex and functions of the photosynthetic apparatus. Journal Photochemistry Photobiology Biology, 83(2), 114-122.
3. Bacelar, E.A., Santos, D.L., Jose, M.M.P., Goncalves, B.C., Ferreira, H.F., & Correia, C.M. (2006). Immediate responses and adaptative strategies of three olive cultivars under contrasting water availability regimes: changes on structure and chemical composition of foliage and oxidative damage. Plant Science, 170, 596–605.
4. Baker, N.R., & Rosenqvist, E. (2004). Applications of chlorophyll fluorescence can improve crop production strategies: an examination of future possibilities. Journal of Experimental Botany, 55(403), 1607-1621.
5. Baker, N.R. (1991). A possible role for photosystem II in environmental perturbation of photosynthesis. Physiologia Plantarum, 81, 563-570.
6. Barzegar, K., Yadollahi, A., Imani, A., & Ahmadi, N. (2012). Response to drought stress of almond cultivars and genotypes grown under field conditions. International Journal of Agriculture Research and Review, 2, 205-210.
7. Cirio, U. (1997). Agrochemicals and environmental impact in olives farming. Olivea, 65, 32-39.
8. Fathi, H., Amiri, M.E., Imani, A., Hajilou, J., & Nikbakht, J. (2017). Response of almond genotypes/cultivars grafted on GN15 “Garnem” rootstock in deficitirrigation stress conditions. Journal of Nuts, 8, 123–135. https://doi.org/10.22034/jon.2017.536243
9. Fathi, H., Eimani, A., Amiri, E., Hajilo, J., & Nikbakht, J. (2019). Growth and biochemical responses of some GN15-Rootstock almond genotypes to low irrigation stress. Plant Process and Function, 8, 29. In Persian
10. Hassani, Z., Pirdashti, H., Yaghobian, Y., & Nori, M.Z. (2014). Application of chlorophyll fluorescence technique to evaluate the tolerance of rice (Oryza sativa) genotypes to cold temperature and water stresses. Journal of Cell & Tissue (JCT) Original Article Summer, 5(2), 195-206. (In Persian)
11. Hu, W.H., Zhou, Y.H., Du, Y.S., & Xia, X.J. (2006). Differential response of photosynthesis in greenhouse and field ecotypes of tomato to long-term chilling under low light. Journal Plant Physiology, 163, 1236-1246.
12. Hussain, M., Malik, M.A., Farooq, M., Ashraf, M.Y., & Cheema, A. (2008). Improving drought 11 tolerance by exogenous application of glycinebetaine and salicylic acid in sunflower. Journal Agronomy and Crop Science, 194, 193–199.
13. Hussain, M., Malik, M.A., Ashraf, M.Y., & Cheema, A. (2009). Improving drought tolerance by exogenous application of glycinebetaine. Journal of Agronomy and Crop Science, 184, 173–179.
14. Jimenez, S., Fattahi, M., Bedis, K., Nasrolahpour-moghadam, S., Irigoyen, J.J., & Gogorcena, Y. (2020). Interactional effects of climate change factors on the water status, photosynthetic rate, and metabolic regulation in peach. Frontier Plant Science, 11, 43. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.00043
15. Karimi, S., Yadollahi, A., Arzani, K., Imani, A., & Aghaalikhani, M. (2015). Gas- exchange response of almond genotypes to water stress. Photosynthetica, 53, 29-34.
16. Levitt, J. (1980). Responses of plants to environmental stresses, Volume II: Water, radiation, salt and other stresses. Academic Press, New York, 479 p.
17. Li, G.M., Liu, B.B., Wu, Y., & Zou, Z.R. (2008). Interactive effects of drought stresses and elevated CO₂ concentration on photochemistry efficiency of cucumber seedlings. Journal of Integrity Plant Biology, 50(10), 1307-1317.
18. Li, X.G., Duan, W., Meng, Q.W., & Zou, Q. (2004). The function of chloroplastic NAD(P)H dehydrogenase in tobacco during chilling stress under low irradiance. Plant Cell Physiology, 45(1), 103-108.
19. Lichtenthaler, H.K. (1987). Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes, Methods Enzymology, 148, 350–382.
20. Mehata, P., Jajoo, A., Mathur, S., & Bharti, S. (2010). Chlorophyll a fluorescence study revealing effects of high salt stress on photosystem II in wheat leaves. Plant Physiology and Biochemistry, 48(1), 16-20.
21. Parvaiz, A., & Satyawati, S. (2008). Salt stress and Phyto-biochemical responses of plants. Plant Soil Environment, 54, 89-99.
22. Pereira, W.E., Siqueira, D.L., & Martínez, C.A. (2000). Gas exchange and chlorophyll fluorescence in four Citrus rootstocks under aluminium stress. Plant Physiology, 157, 513–520.
23. Pstrasser, R.J., Srivastava, A., & Tsimilli-Michael, M. (2001). The fluorescence transient as a tool to characterize and screen photosynthetic samples, chapter 25. page 445.
24. Rieger, M., Lo Bianco, R., & Okie, W.R. (2003). Response of Prunus ferganensis, Prunus persica and two interspecific hybrids to moderate drought stress. Tree Physiology, 23, 51-58.
25. Shamshiri, M.H., & Fattahi, M. (2016). Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on photosystem II activity of three pistachio rootstocks under salt stress as probed by the OJIP_test. Russ. Journal of Plant Physiology, 63(1), 101–110.
26. Strasser, R., Srivastava, A., & Tsimilli_Michael, M. (2000). The fluorescence transient as a tool to haracterize and screen photosynthetic samples, in Probing Photosynthesis: Mechanisms, Regulation and Adaptation, Yunus, M. Pathre, U., and Mohanty, P., Eds., London, UK: Taylor and Francis pp. 445–483. 7.
27. Strasser, R.J., Srivastava, A., & Tsimilli_Michael, M. (2004). Analysis of the chlorophyll a fluorescence transient, in Chlorophyll a Fluorescence: A Signature of Photosynthesis. Advances in Photosynthesis and Respiration, Papagrorgiou, G.C. and Govindjee, B.K., Eds., Dordrecht: Springer_Verlag pp. 321–362.
28. Tsimilli_Michael, M., Eggenberg, P., & Biro, B. (2000). Synergistic and antagonistic effects of arbuscular mycorrhizal fungi and Azospirillum and Rhizobium nitrogen_fixers on the photosynthetic activity of alfalfa, probed by the polyphasic chlorophyll a fluorescence transient OJIP, Apply Soil Ecology, 15, 169–182.
29. Xia, A., Li, Y., & Zou, D. (2004). Effects of salinity stress on PSII in Ulva lactuca as probed by chlorophyll fluorescence measurements. Aquatomy and Botany, 8, 129-137.
30. Yadollahi, A., Arzani, K., Ebadi, A., Wirthensohn, M., & Karimi, S. (2011). The response of different almond genotypes to moderate and severe water stress in order to screen for drought tolerance. Scientia Horticulturae, 129, 403-413.
31. Yaman, K., Kawasaki, M., Taniguchi, M., & Miyake, H. (2008). Correlation between chloroplast ultrastracture and chlorophyll fluorescence characteristics in the leaves of rice (Oryza sativa) grown under salinity. Plant Product Science, 11(1), 139-145.
32. Yao, J., Sun, D., Cen, H., Xu, H., Weng, H., Yuan, F., & He, Y. (2018). Phenotyping of arabidopsis drought stress response using kinetic chlorophyll fluorescence and multicolor fluorescence imaging. Frontiers in Plant Science, 9, 603. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.00603
33. Zlatev, Z. (2009). Drought-induced changes in chlorophyll fluorescence of young wheat plants. Biotechnoly Biotechnoly, 23(4), 438-441.
34. Zhou, R., Yu, X., Ottosen, C.O., Rosenqvist, E., Zhao, L., & Wang, Y. (2017). Drought stress had a predominant effect over heat stress on three tomato cultivars subjected to combined stress. BMC Plant Biology, 17, 24. https://doi.org/10.1186/ s12870-017-0974-x