استفاده از توکسین تولیدی قارچ‌های مولد اسکای مو به‌عنوان روش زیست‌سنجی برای غربالگری ارقام انگور

پژوهش های حفاظت گیاهان ایران

مقاله 3، دوره 38، شماره 3 - شماره پیاپی 65، مهر 1403، صفحه 227-240   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jpp.2024.85310.1165

نویسنده

محمود رضا کریمی شهری^*

بخش تحقیقات گیاه‌پزشکی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی خراسان رضوی، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، مشهد، ایران

چکیده

بیماری اسکای مو یک بیماری کمپلکس و پیچیده است که علایم ایجاد شده تحت تأثیر فاکتورهای محیطی و عوامل پاتوژنیکی متفاوتی می­باشد. اغلب عوامل پاتوژنیک تولید متابولیت­های سمی داخل گیاه می­کنند که ممکن است محرک علایم بیماری باشند. عوامل قارچی مهم اسکا شاملPhaeoacremonium aleophilum (Pal) ،Phaeomoniella chlamydospora (Pch)  وFomitiporia mediterranea (Fme)  بوده که تولید متابولیت­های ثانویه می­کنند و احتمالاً در ایجاد علایم بیماری اسکای مو نقش مهمی دارند. پولولان یک پلی‌‌ساکارید خطی و متابولیت ثانویه مهم بوده که توسط قارچ­های Pa1،  Pchو Fme تولید می­شود. در این آزمایش اثر پولولان برکاهش وزن‌کالوس پنج رقم انگور تجاری استان خراسان رضوی شامل‌کلاهداری، ترکمن 8، ترکمن 6، فخری شاهرود و کشمشی‌قوچان و همچنین تأثیر آن بر فعالیت­های فیزیولوژیکی (زنده‌مانی کالوس) با استفاده از اسپکترفتومتر ارزیابی شد. این آزمایش بصورت فاکتوریل در قالب طرح کامل تصادفی در سه تکرار انجام شد. هدف اصلی این تحقیق ارزیابی روشی ساده و سریع جهت غربالگری ارقام مختلف انگور به بیماری اسکا بود. برای این منظور استخراج متابولیت ثانویه اگزوپلی‌ساکارید (پولولان) از قارچ‌ها انجام و تولید کالوس پنج رقم انگور تجاری نیز با استفاده از محیط‌کشت موراشیگ و اسکوگ (MS) صورت گرفت. سپس کالوس‌ها با غلظت‌های مختلفی (15%، 30% و 45%) از پولولان مایه‌زنی شدند. همچنین تأثیر متابولیت استخراجی روی برگ‌های جداشده نیز مورد بررسی قرار گرفت. نتایج حاصل نشان دادند که قارچ Pal میزان پولولان بیشتری تولید کرد. تمامی برگ‌های انگور جداشده علایمی به‌صورت آب‌سوختگی پهنک برگ (بین‌رگبرگ‌ها) را نشان داد و قسمت‌های آب‌سوخته نکروزه و قهوه‌ای شدند. همچنین نتایج نشان داد که توکسین پولولان اثر قابل توجهی بر کاهش وزن خشک کالوس ارقام مختلف انگور مورد آزمایش دارد. رقم انگور ترکمن 8 نسبت به سایر ارقام مورد آزمایش دارای درصد کاهش وزن کالوس کمتری بود (26%) و پس از آن ارقام کلاهداری (31%) و ترکمن 6 (40%) در گروه­های بعدی قرار گرفته­اند. ارقام کشمشی قوچان (48%) و فخری شاهرود (44%) بیشترین کاهش وزن خشک کالوس را در پی داشته است. مجموع اثرات متقابل رقم، توکسین و قارچ­های عامل مولد اسکا نشان داد که رقم ترکمن 8 در مقابل غلظت 45% توکسین تولید شده توسط قارچPal  کمترین‌کاهش وزن کالوس به میزان 65% را نسبت به شاهد داشته است و بیشترین کاهش وزن کالوس به میزان 90% مربوط به رقم کشمشی قوچان بود. با توجه واکنش ارقام انگور نسبت به توکسین قارچ‌های مولد اسکا می‌توان نتیجه گرفت‌که رقم انگورترکمن 8 حساسیت کمتری نسبت به رقم انگور کشمشی قوچان در مقابل بیماری اسکای انگور از خود نشان خواهد داد.

کلیدواژه‌ها

زوال تدریجی انگور؛ کالوس؛ متابولیت ثانویه

مراجع

1. Bahrabadi, M., Karimishahri, M.R., &Hashemi, M. (2012). Study on Genetic Variability in Fungi Associated with Esca Disease in North Khorasan Province Vineyards with RAPD-PCR. Journal of Plant Protection Research. 26:92-100.https://doi.org/ 22067/jpp.v26i1.12721.
2. Beris, E., Selim, M., Kechagia, D., & Evangelou, A. (2022). Overview of the esca complex as an increasing threat in vineyards worldwide: Climate change, control approaches and impact on grape and wine quality. In Recent Advances in Grapes and Wine Production-New Perspectives for Quality Improvement. IntechOpen.
3. Bolandi, A.R., Hamidi, H., & Rezagholy, A.A. (2016). Effects of culture media and growth regulators on propagation of rootstock GF677 in tissue culture conditions. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 29(1), 1-14. (In Persian with English abstract)
4. Bruno, G., & Sparapano, L. (2006a). Effects of three esca-associated fungi on Vitis vinifera: II. Characterization of biomolecules in xylem sap and leaves of healthy and diseased vines. Physiological and Molecular Plant Pathology, 69(4-6), 195-208. https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2007.04.007
5. Bruno, G., & Sparapano, L. (2006b). Effects of three esca-associated fungi on Vitis vinifera: I. Characterization of secondary metabolites in culture media and host responses to the pathogens in calli. Physiological and Molecular Plant Pathology, 69(4-6), 209-223. https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2007.04.008
6. De Rafael, M.A., Valle, T., Babiano, M.J., & Corchete, P. (2001). Correlation of resistance and H₂O₂ production in Ulmus pumila and Ulmus campestris cell suspension cultures inoculated with Ophiostoma novo‐ulmi. Physiologia Plantarum, 111(4), 512-518. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.2001.1110411.x
7. Evidente, A., Sparapano, L., Andolfi, A., & Bruno, G. (2000). Two naphthalenone pentakides from liquid cultures of «Phaeoacremonium aleophilum», a fungus associated with esca of grapevine. Phytopathologia Mediterranea, 39(1), 162-168. https://doi.org/10.14601/Phytopathol_Mediterr-1559
8. Fischer, M., & Payghami Ashnaei, S. (2019). Grapevine, esca complex, and environment: The disease triangle. Phytopathologia Mediterranea, 58(1), 17-37. https://doi.org/10.14601/Phytopathol_Mediterr-25086
9. Fox, H. (2022). A review of blackfoot, petri, and esca; grapevine fungal diseases, their treatments and the impacts of copper based fungicides. Ecorestoration: RNS Technical Series, (1).
10. Gramaje, D., Mostert, L., & Armengol, J. (2011). Characterization of Cadophora luteo-olivacea and melinii isolates obtained from grapevines and environmental samples from grapevine nurseries in Spain. Phytopathologia Mediterranea, 50(4), 112-126. https://doi.org/10.14601/Phytopathol_Mediterr-8723
11. Graniti, A., Durbin, R.D., & Ballio, A. (Eds.). (2013). Phytotoxins and plant pathogenesis(Vol. 27). Springer Science & Business Media. https://doi.org/10.1007/978-3-642-73178-5
12. Ibrahim, A.M., & Quick, J.S. (2001). Heritability of heat tolerance in winter and spring wheat. Crop Science, 41(5), 1401-1405. https://doi.org/10.2135/cropsci2001.4151401x
13. Mostert, L., Groenewald, J.Z., Summerbell, R.C., Gams, W., & Crous, P.W. (2006). Taxonomy and pathology of Togninia (Diaporthales) and its PhaeoacremoniumStudies in Mycology, 54, 1-113. https://doi.org/10.1016/S0166-0616(14)60211-6
14. Mamaghani, M., Rahnama, K., Mashayekhi, K., & Haghighi, H. (2012). Application of culture filtrates of Ophiostoma novo-ulmi and ulmi under in vitro condition as a bioassay to screen for disease tolerant Ulmus parvifolia and Ulmus campestris. Journal of Plant Production Research, 19(4). (In Persian with English abstract)
15. Mugnai, L., Graniti, A., & Surico, G. (1999). Esca (black measles) and brown wood-streaking: two old and elusive diseases of grapevines. Plant Disease, 83(5), 404-418. https://doi.org/10.1094/PDIS.1999.83.5.404
16. Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15(3), 473-497. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
17. Pelah, D., Kaushik, R.A., Nerd, A., & Mizrahi, Y. (2003). Validity of in vitro viability tests for predicting response of different vine cacti in the field to high and low temperatures. Journal of the Association for Cactus Development, Chapingo, 5, 65-71.
18. Pijut, P.M., Domir, S.C., Lineberger, R.D., & Schreiber, L.R. (1990). Use of culture filtrates of Ceratocystis ulmi as a bioassay to screen for disease tolerant Ulmus americana. Plant Science, 70(2), 191-196. https://doi.org/10.1016/0168-9452(90)90133-9
19. Shahpiri, A., Omidi, M., Tehrani, P.A., & Davoodi, D. (2004). A study of tissue culture and somaclonal variation in potato. Iranian Journal Agriculture Science, 35(2), 323-335. (In Persian with English abstract)
20. Shimomura, N., & Hasebe, K. (2004). Estimation of viability of inner bark tissue of Quercus serrata, a substrate for log cultivation of Lentinula edodes, using the TTC assay method. Mycoscience, 45(5), 362-365. https://doi.org/10.1007/S10267-004-0188-6
21. Sparapano, L., & Evidente, A.A. (1995). Studies on structure‐activity relationship of seiridins, phytotoxins produced by three species of Seiridium. Natural Toxins, 3(3), 166-173. https://doi.org/10.1002/nt.2620030308
22. Sparapano, L., & Bruno, G. (1997). Production of pullulans by virulent and hypovirulent strains of Cryphonecteria parasitica. Proccedings 10^th Congress of Mediterranean Phytopathogical Union, June 1-5, 1997. Montepellier, Societe Francasie de pathologie-ORSTOM, Montpellier, France, 488-493.
23. Sparapano, L., Bruno, G., & Graniti, A. (1998). Esopolisaccaridi fitotossici sono prodotii in coltura da due specie di Phaeoacremonium associate al complesso del mal dell esca della vite. Petria, 8, 210-212.
24. Sparapano, L., Bruno, G., Ciccarone, C., & Graniti, A. (2000a). Infection of grapevines with some esca-disease associated fungi. II. Interaction among Fomitiporia punctata, Phaeoacremonium chlamydosporum and aleophilum. Phytopathologia Mediterranea, 39, 53-58. https://doi.org/10.14601/Phytopathol_Mediterr-1543
25. Sparapano, L., Bruno, G., & Graniti, A. (2000b). Effects on plants of metabolites produced in culture by Phaeoacremonium chlamydosporum, P. aleophilum and Fomitiporia punctata. Phytopathologia Mediterranea, 39(1), 169-177. https://doi.org/14601/Phytopathol_Mediterr-1535
26. Sparapano, L., Bruno, G., & Campanella, A. (2001). Interactions between three fungi associated with esca of grapevine and their secondary metabolites. Phytopathologia Mediterranea (Italy). 40(4), 417-422. https://doi.org/10.14601/Phytopathol_Mediterr-1626
27. Surico, G., Mugnai, L., & Marchi, G. (2008). The esca disease complex. In Integrated management of diseases caused by fungi, phytoplasma and bacteria(pp. 119-136). Dordrecht: Springer Netherlands. https://doi.org/10.1007/978-1-4020-8571-0_6
28. Surico, G. (2009). Towards a redefinition of the diseases within the esca complex of grapevine. Phytopathologia Mediterranea, 48(1), 5-10. https://doi.org/10.14601/Phytopathol_Mediterr-2870
29. Towill, L.E., & Mazur, P. (1975). Studies on the reduction of 2, 3, 5-triphenyltetrazolium chloride as a viability assay for plant tissue cultures. Canadian Journal of Botany, 53(11), 1097-1102. https://doi.org/10.1139/b75-129