تاثیر چندگونه مخمر بر کاهش آفلاتوکسینB1 آسپرژیلوس فلاووس در مدل شبیه‌سازی شده معده انسان

مجله پژوهشهای علوم و صنایع غذایی ایران

مقاله 5، دوره 15، شماره 4 - شماره پیاپی 58، مهر و آبان 1398، صفحه 441-452   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/ifstrj.v15i4.74793

نویسندگان

سحر بهرام وند¹؛ صدیقه محمدی^{* 2}

¹گروه میکروبیولوژی، واحد شیراز، دانشگاه آزاد اسلامی، شیراز، ایران.

²گروه بیماری‌شناسی‌گیاهی، واحد شیراز، دانشگاه آزاد اسلامی، شیراز، ایران.

چکیده

آفلاتوکسین B1 یکی از متابولیت‌های ثانویه گونه‌های خاصی از قارچ آسپرژیلوس است که بسیار سرطان‌زاست. اﺧﯿﺮاً استفاده از میکروارگانیسم­ها جهت کاهش جذب مایکوتوکسین­ها در دستگاه گوارش افزایش یافته است؛ لذا در این پژوهش اثر سه گونه مخمر ساکارومایسس سرویزیه، پیچیا فرمنتانس و رودوتورولا موسیلاژینوزا بر کاهش آفلاتوکسین B1 در محیط شبیه‌سازی شده معده مورد بررسی قرار گرفت. ابتدا قارچ  آسپرژیلوس فلاووس از دانه ذرت جداسازی و خالص‌سازی شد. سپس تولید توکسین در محیط کشت PDB زیر نور UV با تابش فلورسانس آبی تأیید شد. توکسین به روش حلالیت در کلروفرم استخراج و تزریق گردید و غلظت آن توسط دستگاه HPLC، ng/ml 49/0 تعیین شد. محیط معده به غلظت­های تهیه شده از سم 1/0 میلی‌لیتر از آفلاتوکسین B1 در غلظت­های 25/0 و 5/0 نانوگرم در میلی‌لیتر و همچنین غلظت 49/0 نانوگرم در میلی‌لیتر سم استخراجی از جدایه آلوده گردید و سپس مخمرها اضافه و انکوباسیون شدند. سپس در زمان­های صفر و 120 دقیقه سانتریفوژ شده و سوپرناتانت به‌دست آمده برای تعیین غلظت توکسین باقی‌مانده توسط روش الایزای رقابتی مستقیم بررسی گردید. آزمایش در قالب طرح کاملا تصادفی با آزمایش فاکتوریل انجام شد. فاکتور اول گونه مخمر(چهار سطح: سه مخمر و تیمار بدون مخمر)، فاکتور دوم غلظت (چهار سطح: صفر، 25/0، 50/0 و 49/0 نانوگرم بر میلی‌لیتر) و فاکتور سوم زمان (شامل دو سطح: صفر و 120 برای معده) بود. این آزمایش در سه تکرار انجام شد. نتایج نشان داد هر سه مخمر نسبت به شاهد (بدون مخمر) در کاهش غلظت توکسین در معده توانایی داشتند اما تأثیر رودوترولا موسیلاژینوزا بیشتر از سایرین بود. کمترین غلظت سم در سوپرناتانت در غلظت ng/ml 25/ نانوگرم در میلی‌لیتر مشاهده شد. همچنین با گذشت زمان غلظت توکسین در سوپرناتانت کاهش یافت. اثر متقابل گونه مخمر و غلظت توکسین نشان داد نسبت به شاهد در هر سه غلظت هر سه مخمر توانایی کاهش غلظت توکسین را داشتند. حداقل غلظت توکسین در سوپرناتانت معده در غلظت ng/ml 25/0و گونه رودوترولا موسیلاژینوزا به‌دست آمد. نتایج اثر متقابل گونه مخمر و زمان نشان داد در هر دو زمان، هر سه مخمر توانایی کاهش غلظت توکسین در سوپرناتانت را داشتند و حداقل غلظت توکسین در سوپرناتانت در زمان 120 دقیقه و برای گونه رودوترولا موسیلاژینوزا مشاهده شد. نتایج اثر متقابل زمان و غلظت نشان داد در غلظت ng/ml 25/0 غلظت توکسین در سوپرناتانت در 120 دقیقه در کمترین حد خود بود. نتایج اثر متقابل گونه مخمر، زمان و غلظت توکسین مشخص کرد کمترین غلظت توکسین در سوپرناتانت مربوط به تیمار مخمر رودوترولا موسیلاژینوزا در زمان 120 دقیقه و غلظت ng/ml 25/0 بود. در مجموع، نتایج به‌دست آمده در تحقیق حاضر نشان داد هر سه گونه مخمر توانایی کاهش آفلاتوکسین B1 را در محیط معده داشتند اما مخمر رودوترولا موسیلاژینوزا را می‌توان به‌عنوان موثرترین (کارآمدترین) جدایه در بیوکنترل آفلاتوکسین B1 معرفی نمود.

کلیدواژه‌ها

آسپرژیلوس فلاووس؛ آفلاتوکسین B1؛ مخمر؛ معده

مراجع

اصغرنژاد ف. مهدیان ص. امیری بشلی ب. سید جعفر نظری س. 1393. توانایی تولید آفلاتوکسین‌های B1، B2، G1 و G2 در تعدادی از گونه‌های قارچ آسپرژیلوس به روش کروماتوگرافی مایع با کارایی بالا (HPLC). فصلنامه تحقیقات بیماری‌های گیاهی، 2، 4: 70-55.

بامیار ا. محمدزاده میلانی ج. سید جعفری نظری س. 1394. تاثیر انواع مخمر بر میزان آفلاتوکسین B1 طی فرآیند تهیه نان. نشریه پژوهش‌های صنایع غذایی، 3: 339-.346

رهایی س. امام جمعه ز. رضوی ه. مظاهری م. 1388. توانایی سویه لاکتوباسیلوس رامنوسوس GG جهت کاهش آفلاتوکسین B1 موجود در پسته. مجله الکترونیک فرآوری و نگهداری مواد غذایی، 1(3): 51-64.

رهایی س. رضوی ه. امام جمعه ز. 1389. بررسی توانایی گونه مخمر ساکارومایسس سرویزیه جهت کاهش آفلاتوکسین موجود در پسته. فصلنامه علوم و صنایع غذایی، 7(1): 81-87.

صاحب قلم ه. محمدی ثانی ع. مهربان م. 1392. حذف بیولوژیکی آفلاتوکسین B1 توسط مخمر ساکارومایسس سرویزیه در خوراک دام. مجله‌ی نوآوری در علوم و فناوری غذایی، 3: 99-104.

کته شمشیری م. محمدی ثانی ع. سرابی جماب م. رهنما وثوق پ. مهربان سنگ آتش م. 1393. بررسی اثر لاکتوباسیلوس اسیدوفیلوس بر کاهش آفلاتوکسین M1 در مدل شبیه سازی شده معده انسان. پژوهش‌های علوم و صنایع غذایی ایران، 3: 210-204.

Abbas KH. Cartwright DR. Xie W. Shier WT. 2006. Aflatoxins and fumonisin contamination of corn (maize, Zea mays) hybrids in Arkansas. Crop Protection, 25: 1-9.

Cooney DO. 1980. Activated Charcoal: Antidotal and other medical uses, New York: Marecel dekker. ISBN 0824769139.

Elsanhoty RM. Salam SA. Ramadan MF. Badr FH. 2014. Detoxification of aflatoxin M1 in yoghurt using probiotics and lactic acid bacteria. Food Control. 43. 129-134

El-Khoury A. Atoui A. Yaghi J. 2011. Analysis of aflatoxin M1 in milk and yogurt and AFM1 reduction by lactic acid bacteria used in Lebanese industry. Food Control, 22: 1695-1699.

El-Nezami H. Kankaanpaa P. Salminen S. Ahokas J. 1998. Ability of dairy strains of lactic acid bacteria to bind a common food carcinogen aflatoxin B1. Food and Chemical Toxicology, 36: 321-326.

El-Nezami H. Mykanen H. Kankaanpaa P. Salminen S. Ahokas J. 2000. Ability of Lactobacillus and Propionibacterium strains to remove aflatoxin B1 from the chicken duodenum. Journal of Food Protection, 63: 549– 552.

Fardos B. Magda M. 2009. Trials towards reduction of fungal growth and aflatoxin G1 production in Arabic coffee using different additivies. AfricanJournal of Food Science, 3: 68-76.

Giovati L. Magliani W. Ciociola T. Santinoli C. Conti S. Polonelli L. 2015. AFM1 in milk physical biological and prophylactic methods to mitigate contamination. Toxins, 7: 4330-4349.

Hibbett DS. Binder M. Bischoff JF. Blackwell M. Cannon PF. Eriksson OE. Huhndorf S. James T. Kirk PM. 2007. A higher-level phylogenetic classification of the fungi. Mycological Research, 111: 509-547.

Kabak B. Brandon EFA. Var I. Blokland M. Sips AJAM. 2009. Effects of probiotic bacteria on the bioaccessibility of aflatoxin B1 and ochratoxin A using an in vitro digestion model under fed conditions. Journal of Environmental Science and Health, Part B, 44: 472-480.

Mahesh, B. K. and Devegowda, G. 1996, Ability of aflatoxin binders to bind aflatoxin contaminated poultry feeds and liquid media in vitro, In poster presented at the 12th Annual Symposium on Biotechnology in the feed industry, Lexington, Virginia.

Masoero F. Gallo A. Diaz D. Piva G. Moschini M. 2009. Effects of the procedure of inclusion of a sequestering agent in the total mixed ration on proportional aflatoxin M1 excretion into milk of lactating dairy cows. Animal Feed Science and Technology, 150: 34-45.

Magnoli AP. Rodriguez MC. Gonzalez Pereyra ML. Poloni VL. Peralta MF. Nilson AJ. Miazzo RD. Bagnis G. Chiacchiera SM. Cavaglieri LR. 2017. Use of yeast (Pichia kudriavzevii) as a novel feed additive to ameliorate the effects of aflatoxin B1 on broiler chicken performance. Mycotoxin Research, 33(4): 273-283.

MoreiradaSilva JF. Peluzio JM. Prado G. CruzMadeira JEG. OliveiraSilva M. De Morais PB. Rosa CA. Pimenta RS. Nicoli JR. 2015. Use of probiotics to control aflatoxin production in peanut grains. The Scientific World Journal, 959(138): 1-8.

Pierides M. El-Nezami H. Peltonen K. Salminen S. Ahokas J. 2000. Ability of dairy strains of lactic acid bacteria to bind aflatoxin M1 in a food model. Journal Food Protection, 63: 645–650.

Rahaie s. Emam-Djomeh z. Razavi SH. Mazaheri M. 2010. Immobilized Saccharomyces Cerevisiae as a potential aflatoxin decontaminating agent in pistachio nuts. Brazilian Journal of Microbiology. 41. 82-90

Sieuwerts S. De Bok FAM. Mols E. de Vos WM. Van Hylckama Vlieg JET. A simple and fast method for determining colony forming units. Letters in Applied Microbiology, 47: 275-278.

Selma MV. Martinez-culebras A. Aznar PV. 2008. Real-time PCR based procedures for detection and quantification of Aspergillus carbonarius in wine grapes. Journal of Food Microbiology, 122: 126-134.

Shetty PH. Hald B. Jespersen L. 2007. Surface binding of aflatoxin B1 by Saccharomyces cervisiae strains with potential decontaminating abilities in indigenous fermented foods. International Journal of Food Microbiology, 113(1): 41-46

Shetty PH. Jespersen L. 2006. Saccharomyces cervisiae and lactic acid bacteria as potential mycotoxin decontaminating agents. Trends in Food Science and Technology, 17: 48-55.

Thathana MG. Murage H. KingAbia AL. Pillay M. 2017. Morphological characterization and determination of aflatoxin-production potentials of aspergillus flavus isolated from maize and soil in Kenya. Agriculture, 7(80): 1-14.

Wang H. Lei Y. Yan L. Wan L. Ren X. Chen S. Dai X. Guo W. Jiang H. Liao B. 2016. Functional genomic analysis of Aspergillus flavus interacting with resistant and susceptible peanut. Toxins, 8(46): 1-16.

Zhou G. Chen Y. Kong Q. Yunxiao M. Liu Y. 2017. Detoxification of Aflatoxin B1 by Zygosaccharomyces rouxii with Solid State Fermentation in Peanut Meal. Toxins. 9. 42. 1-9.

Zhuang Z. Lohmar JM. Satterlee T. Cary JW. Calvo AM. 2016. The master transcription factor mtfA governs aflatoxin production morphological development and pathogenicity in the fungus Aspergillus flavus. Toxins, 8(29): 1-16.