بررسی توان گیاه‌پالایی ساق‌ترشک و ذرت برای حذف آلاینده سولفونات آنتراکینون

آب و توسعه پایدار

مقاله 7، دوره 2، شماره 1 - شماره پیاپی 4، شهریور 1394، صفحه 41-50   

نوع مقاله: مقاله علمی- ترویجی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jwsd.v2i1.41016

نویسنده

قدیر طاهری^*

دانشگاه آزاد اسلامی واحد نیشابور

چکیده

آنتراکینونهای سولفوردار سنتزی ماده اولیه ساخت بسیاری از رنگهای مصنوعی هستند و میکروارگانیسمها معمولاً قادر به تجزیه آنها نمیباشند، از این رو از آلایندههای مهم طبیعت به شمار میروند. به منظور مطالعه توان گیاهان در حذف سولفونات آنتراکینونها از محیط زیست، ذرت از گیاهان فاقد آنتراکینون طبیعی و ساقترشک به عنوان گیاه دارای آنتراکینون طبیعی در شرایط هیدروپونیک مورد بررسی قرار گرفتند. آزمایش به صورت فاکتوریل و در قالب طرح کاملاً تصادفی اجرا شد. گونههای گیاهی به عنوان فاکتور اول و غلظتهای مختلف سولفونات آنتراکینون به عنوان عامل دوم در نظر گرفته شد. برای کاهش تعداد دادهها، ابتدا تجزیه به مولفههای اصلی انجام شد و مولفههایی که بیشترین مقدار ویژه و بالاترین تأثیر بر واریانس کل و همچنین صفاتی که بیشترین ضریب را داشتند، انتخاب شدند. نتایج نشان داد که ویژگیهای مربوط به اندام هوایی گیاهان به مقدار کمتری تحت تأثیر غلظتهای آلاینده قرار گرفت و سهم سیستم دفاع آنتیاکسیدانی، مقدار صدمه به لیپیدهای غشایی و مقدار تولید پراکسیدهیدروژن در ریشهها، وزن خشک بخش هوایی و ریشه ها در واریانس کل بیشتر بود. تجزیه واریانس دادهها نشان داد که ذرت از توانایی کمتری برای حذف سولفونات آنتراکینون از محیط رشد برخوردار بود. سولفونات آنتراکینون باعث کاهش مقدار وزن خشک ریشه ها و بخش هوایی گیاهان شد، در حالی که مقدار فعالیت آنزیم های آنتیاکسیداسیونی کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز، پراکسیداز و مقدار مالوندیآلدئید را نسبت به شاهد افزایش داد. بیشترین مقدار فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی در گیاهان ساقترشک تیمار شده با 3 میلیمولار سولفونات آنتراکینون اندازهگیری شد.

کلیدواژه‌ها

آنتی اکسیدان؛ ساق ترشک؛ سولفونات آنتراکینون؛ گیاه پالایی؛ ذرت

مراجع

Aubert S. and Schwitzgue´bel J.P. 2004. Screening of plant species for the phytotreatment of wastewater containing sulphonated anthraquinones. Water Res., 38: 3569–3575.

Beauchamp C. and Fridovich I. 1971. Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry, 44: 276–286.

Bulc T.G., Ojstrsek A. 2008. The use of constructed wetland for dyerich textile wastewater treatment. J. Hazard. Mat., 155:76–82.

Cakmak I. and Marschner H. 1992. Magnesium deficiency and high light intensity enhance activities of superoxide dismutase, ascorbate peroxidase and glutathione reductase in bean leaves. Plant Physiology, 98: 1222–1227.

Carias C.C., Novais J.M. and Martins-Dias. S. 2007. Phragmites australis peroxidases role in the degradation of an azo dye. Water Sci. Technol, 56(3): 263-9.

Carias C.C., Novais J.M. and Martins-Dias, S. 2008. Are Phragmites australis enzymes involved in the degradation of the textile azo dye acido range 7? Bioresour. Technol., 99: 243–251.

Duc R., Vanek T., Soudek P. and Schwitzgue´bel J.P. 1999. Accumulation and transformation of sulfonated aromatic compounds by rhubarb cells (Rheum palmatum). Int. J. Phytorem., 1: 255–271.

Foyer C.H. and Halliwell B. 1976. Presence of glutathione and glutathione reductase in chloroplasts: A proposed role in ascorbic acid metabolism. Planta, 133: 21–25.

Heath R.L. and Packer L. 1968. Photoperoxidation in isolated chloroplasts. I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry and Biophysics, 125: 189–198.

Jamal F., Pandey P.K. and Qidwai T. 2010. Potential of peroxidase enzyme from Richosanthes dioica to mediate disperse dye decolorization in conjunction with redox mediators. J. Mol. Cat. B: Enzym., 66: 177-181.

Jiang Y. and Hung B. 2001. Drought and heat stress injury to two cool-season turf grasses in relation to antioxidant metabolism lipid peroxidaion. Crop Science, 41: 436-442.

Khandare R.V., Watharkar A.D., Kabra A.N., Kachole M.S., Govindwar S.P. 2014. Development of a low-cost, phyto-tunnel system using Portulaca grandiflora and its application for the treatment of dye-containing wastewaters. Biotechnol. Lett., 36:47–55.

Khouri H.E. and Ibrahim R.K. 1987. Purification and some properties of five anthraquinone-specific glucosyl_ transferases from Cinchona succirubra cell suspension culture. Phytochemist, 26: 2531– 2535.

Nakano Y. and Asada K. 1981. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22: 867–880.

Nilratnisakorn S., Thiravetyan P. and Nakbanpote W. 2007. Synthetic reactive dye wastewater treatment by narrow- leaved cattails (Typha angustifolia L.): Effects of dye, salinity and metals, Science Total Environt, 384: 67-76.

O’Kane D., Gill V., Boyd P. and Burdon R. 1996. Chilling, oxidative stress and antioxidant responses in Arabidopsis thaliana callus. Planta, 198: 371–377.

Ong S.T., Keng P.S., Lee W.N. Ha S.T. and Hung Y.T. 2011. Dye waste treatment. Water, 3: 157-176.

Page V. and Schwitzgue´bel J.P. 2009. Metabolism of sulphonated anthraquinones in rhubarb, maize and celery: the role of cytochromes P450 and peroxidases. Plant Cell Rep 28: 1725–1735.

Page V. and Schwitzgue´bel J.P. 2009. The role of cytochromes P450 and peroxidases in the detoxification of sulphonated anthraquinones by rhubarb and common sorrel plants cultivated under hydroponic conditions. Environ. Sci. Pollut. Res., 16(7): 805-816.

Passardi F., Cosio C., Penel C. and Dunand C. 2005. Peroxidases have more functions than a Swiss army knife. Plant Cell Rep., 24: 255–265.

Romain D., Vanek T., Soudek P. and Schwitzguebel J.P. 1999. Accumulation and transformation of sulfonated aromatic compounds by rhubarb cells (Rheum palmatum) Int. J. of Phytoremed., 1(3): 255-271.

Schwitzgue´bel J.P., Aubert S., Grosse W., and Laturnus F. 2002. Sulphonated aromatic pollutants limits of microbial degradability and potential of phytoremediation. Environ. Sci. Pollut. Res., 9(1): 62–72.

Schwitzgue´bel J.P., Braillard S., Page V. and Aubert S. 2008. Accumulation and transformation of sulfonated aromatic compounds by higher plants,toward the phytotreatment of wastewater from dye and textile industries. In: Khan NA, Singh S, Umar S (eds) Sulfur assimilation and abiotic stress in plants. Springer, Berlin, pp 335–353.

Shaffiqu T.S., Roy J.J., Nair R.A. and Abraham T.E. 2002. Degradation of textile dyes mediated by plant peroxidase, Appl. Biochem. Biotech., 102: 315-326.

Singh H.P., Batish D.R., Kaur S., Arora K., and Kohli R.K. 2006. a-pinene inhibits growth and induces oxidative stress in roots, Annals of Botany, 98: 1261–1269.

Strycharz S. and Shetty K. 2002. Peroxidase activity and phenolic content in elite clonal lines of Mentha pulegium in response to polymeric dye R-478 and Agrobacterium rhizogenes. Process Biochem., 37: 805–812

Torres E., Bustos-Jaimes I. and Le Bogne, S. 2003. Potential use of oxidative enzymes for the detoxification of organic pollutants. Appl. Cat. B: Environ., 46: 1–15.