کالوس زایی و باززایی از لوبیا ( (Phaseolus vulgaris L.با استفاده از ریزنمونه ی لایه ی سلولی نازک

پژوهش‌های حبوبات ایران

مقاله 2، دوره 10، شماره 2، اسفند 1398، صفحه 24-35   

نوع مقاله: مقالات پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/ijpr.v10i2.62582

نویسندگان

خدیجه باقری^* ؛ عاطفه بخشیان

دانشگاه زنجان

چکیده

در مورد لوبیا هنوز یک پروتوکل بهینه باززایی وجود ندارد و این خود یک چالش بزرگ جهت استفاده از روش انتقال ژن برای اصلاح لوبیا محسوب می شود. در این تحقیق دو آزمایش برای بررسی کالوس‌زایی و باززائی گیاه لوبیا مورد بررسی قرار گرفت. در آزمایش اول ریزنمونه های محور جنینی شش رقم لوبیا بعد از 20 ساعت خیساندن جدا و در سه تیمار هورمونی شامل 1- (11µM) BAP و (0/57 µM) IAA، 2- (44/4µM) BAP و (2/27µM) TDZ و 3- (44/4µM) BAP کشت شدند. بیشترین میزان تولید کالوس مربوط به تیمار هورمونی 2 در رقم های ناز، ازنا، لاین 8 و الیگودرز و تیمار هورمونی 3 در تمامی رقم-ها به جز لاین 4 بوده است. کالوس های تولید شده در این آزمایش قادر به باززایی نشدند. در آزمایش دو،م بذور استریل در پیش تیمار هورمونی (TDZ 0 µM و TDZ 10µM) جوانه زده و بعد از 14 روز ریزنمونه های لایه ی سلولی نازک عرضی به ضخامت mm5/0-3/0 از اپی کوتیل جدا و به محیط MSB5 با تیمارهای هورمونی (10µM) TDZ و (10µM) BAP انتقال یافتند. بیشترین میزان کالوس زایی با پیش تیمار (10µM) TDZ و تیمار هورمونی (10µM) BAP و (10µM) TDZ در لاین 4 و الیگودرز بدست آمد. بیشترین میزان باززایی با تیمار هورمونی (10µM) TDZ در ارقام ناز، ازنا، لاین 8 و الیگودرز به دست آمد. نتایج این تحقیق نشان داد که ریزنمونه لایه سلولی نازک تحت تاثیر هورمونهای TDZ و BAP بهتر از ریزنمونه محور جنینی قادر به باززایی می باشد. همچنین هورمون TDZ برای باززایی لوبیا موثرتر از BAP است. تاثیر پیش تیمار با TDZ نیز متغیر و وابسته به ژنوتیپ است

کلیدواژه‌ها

لایه ی سلولی نازک؛ محور جنینی؛ کالوس زایی؛ باززایی؛ لوبیا

مراجع

Angenon, G., and Thu, T. 2011. Genetic Transformation. In: A. Pratap and J. Kumar (Eds). Biology and Breeding of Food Legumes. CABI., UK, p. 178-192.

2. Capelle, S.C., Mok, D.W., Kirchner, S.C., and Mok, M.C. 1983. Effects of thidiazuron on cytokinin autonomy and the metabolism of N6-(Δ2-Isopentenyl)[8-14C] adenosine in callus tissues of Phaseolus lunatus L. Plant Physiology 73(3): 796-802.

3. Castillo, B.M., Rodriguez de la O, J.L., Gallardo, J.O.M and Iturriaga, G. 2015. In vitro plants of common bean (Phaseolus vulgaris L.) obtained by direct organogenesis. Journal of Agricultural Science 7(11): 169-179.

4. Collado, R., Veitia, N., Bermudez-Caraballoso, I., Garcia, L., Torres, D., Romero, C., Lorenzo, J.R., and Angenon, G. 2013. Efficient in vitro plant regeneration via indirect organogenesis for different common bean cultivars. Scientia Horticulturae 153: 109-116.

5. De Carvalho, M.H.C., Van Le, B., Zuily-Fodil, Y., Thi, A.T.P., and Van, K.T.T. 2000. Efficient whole plant regeneration of common bean (Phaseolus vulgaris L.) using thin-cell-layer culture and silver nitrate. Plant Science 159(2): 223-232.

6. De Clercq, J., Zambre, M., Van Montagu, M., Dillen, W., and Angenon, G. 2002. An optimized Agrobacterium-mediated transformation procedure for Phaseolus acutifolius A. Gray. Plant Cell Reports 21(4): 333-340.

7. Dillen, W., De Clercq, J., Goossens, A., Van Montagu, M., and Angenon, G. 1997. Agrobacterium-mediated transformation of Phaseolus acutifolius A. Gray. Theoretical and Applied Genetics 94(2): 151-158.

8. Estrada-Navarrete, G., Alvarado-Affantranger, X., Olivares, J., Guille´n, G., Dı´az-Camino, C., Campos, F., Quinto, C., Gresshoff, P.M., and Sanchez, F. 2007. Fast, efficient and reproducible genetictransformation of Phaseolus spp. by agrobacterium rhizogenes. Nature Protocols 2(7): 1819-1824.

9. Gamborg, O.L.C., Miller, R.A., and Ojima, K. 1968. Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells. Experimental Cell Research 50(1): 151-158.

10. Lakshmanan, P., Loh, C.S., and Goh, C.J. 1995. An in vitro method for rapid regeneration of a monopodial orchid hybrid Aranda Deborah using thin section culture. Plant Cell Reports 14(8): 510-514.

11. Malik, K.A., and Saxena, P.K. 1992. Regeneration in Phaseolus vulgaris L.: High-frequency induction of direct shoot formation in intact seedlings by N6-benzylaminopurine and thidiazuron. Planta 186(3): 384-389.

12. Ministry of Agriculture Jahad. 2016. Amarnameh Keshavarzi. Available at web site http://amar.maj.ir/Portal/Home/Default.aspx?CategoryID=117564e0-507c-4565-9659fbabfb4acb9b. (In Persian).

13. Mukeshimana, G., Ma, Y., Walworth, A.E., Song, G.Q., and Kelly, J.D. 2013. Factors influencing regeneration and Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of common bean (Phaseolus vulgaris L.). Plant Biotechnology Reports 7(1): 59-70.

14. Murashige, T. and Skoog, F. 1962. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum 15(3): 473-497.

15. Nhut, D.T., Van Le, B., Tanaka, M., and Van, K.T.T. 2001. Shoot induction and plant regeneration from receptacle tissues of Lilium longiflorum. Scientia Horticulturae 87(1): 131-138.

16. Sabzikar, R., Sticklen, M.B., and Kelly, J.D. 2010. In vitro regeneration and morphogenesis studies in common bean. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 100(1): 97-105.

17. Thomas, J.C., and Katterman, F.R. 1986. Cytokinin activity induced by thidiazuron. Plant Physiology 81(2): 681-683.

18. Van K, T.T. 1980. Control of morphogenesis by inherent and exogenously applied factors in thin cell layers [Plants, de novo buds, roots]. International Review of Cytology 32: 291-311.

19.Van, K.T.T., Lie-Schricke, H., Marcotte, J., and Trinh, T. 1986. Winged bean [Psophocarpus tetragonolobus (L.) DC.]. In: Y.P.S. Bajaj (Ed). Biotechnology in Agriculture and Forestry Vol. 2. Crop I. Springer-Verlag, Berlin, p. 556-567.

20.Van Le, B., Jeanneau, M., Sadik, S., Tu, S., Vidal, J., and Van, K.T.T. 1998. Rapid plant regeneration on a C4 dicot species: Amaranthus edulis. Plant Science 132(1): 145-154.

21.Veltcheva, M., Svetleva, D., Petkova, S., and Perl, A. 2005. In vitro regeneration and genetic transformation of common bean (Phaseolus vulgaris L.) problems and progress. Scientia Horticulturae 107(1): 2-10.

22. Zambre, M., Goossens, A., Cardona, C., Van Montagu, M., Terryn, N., and Angenon, G. 2005. A reproducible genetic transformation system for cultivated Phaseolus acutifolius (tepary bean) and its use to assess the role of arcelins in resistance to the mexican bean weevil. Theoretical and Applied Genetics 110(5): 914-924.