مطالعه بیان ژن‌های SUT1، Chi3 و CYP1 در گوجه‌فرنگی پارازیت شده با گل جالیز (Orobanche aegyptica)

حفاظت گیاهان

مقاله 2، دوره 29، شماره 2، تابستان 1394، صفحه 167-174  

نوع مقاله: مقالات پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jpp.v29i2.50134

نویسندگان

محمدرضا فیاض ¹؛ سید حسن مرعشی¹؛ امین میرشمسی کاخکی¹؛ منصوره کرمانی²

¹دانشگاه فردوسی مشهد

²دانشگاه پیام نور

چکیده

گل جالیز (Orobanche spp) گیاه انگلی مطلق بوده که به ریشه بسیاری از گیاهان زراعی مهم همچون گوجه فرنگی، آفتابگردان، خیار، توتون و متصل شده و باعث کاهش قابل توجهی در عملکرد گیاه زراعی به ویژه در مناطق گرم و خشک همچون اروپا، آفریقا و آسیا می‌شود. تاکنون روش‌های متعددی برای کنترل گل جالیز استفاده شده است، اما عموماً این روش‌ها گران بوده و موثر عمل نمی‌کنند. درک بهتر نحوه واکنش گیاه میزبان و همچنین مکانیسم مولکولی مقاومت به این گیاه انگل به منظور یافتن روش‌های بهتر جهت کنترل آن ضروری به نظر می‌رسد. در این مطالعه بررسی بیان دو ژن کدکننده آنزیم های کیتیناز (Chi3) و سیستئین پروتئیناز (CYP1)، و همچنین یک ژن کدکننده انتقال دهنده ساکارز (SUT1)، در واکنش گیاه گوجه فرنگی به آلودگی با گل جالیز، در دو ژنوتیپ متحمل و حساس با استفاده از تکنیک Real time PCR انجام شد. هر سه ژن در ساعات اولیه پس از آلودگی افزایش بیان را نشان دادند. بیان انتقال دهنده ساکارز و همچنین آنزیم سیستئین پروتئیناز در هنگام تنش در دو ژنوتیپ با یکدیگر تفاوت معنی‌دار داشته اما در مورد آنزیم کیتیناز این تفاوت مشاهده نشد. نحوة بیان ژن ها در دو ژنوتیپ حساس و مقاوم نشان داد که فعالیت های دفاعی گیاه گوجه فرنگی از همان ساعات اولیه پس از آلودگی شروع شده و رقم متحمل پاسخ دفاعی سریع تری به علائم منتقل شده از گیاه انگل می دهد. همچنین احتمالاً آنزیم های تجزیه کننده پروتئین (پروتئینازها)، یکی از ابزارهای دفاعی زودهنگام گیاهان در جلوگیری از نفوذ گل جالیز به ریشه می باشد.

کلیدواژه‌ها

انتقال دهنده ساکارز؛ سیستئین پروتئیناز؛ کیتیناز؛ گل جالیز؛ گوجه فرنگی

مراجع

1- Castillejo M., Amiour N., Dumas-Gaudot E., Rubiales D., and Jorrin J. 2004. A proteome approach to studying plant response to crenate broomrape (Orobanche crenata) in pea (Pisum sativum). Phytochemistry, 65: 1817-1828.

2- Castillejo M. A., Maldonado A., Dumas-Gaudot E., Fernandez-Aparicio M., Susin R., Diego R., and Jorrin J. 2009. Differential expression proteomics to investigate responses and resistance to Orobanche crenata in Medicago truncatula. BMC Genomics, 10: 294.

3- Castillejo M. Á., Fernandez-Aparicio M., and Rubiales D. 2012. Proteomic analysis by two-dimensional differential in gel electrophoresis (2D DIGE) of the early response of Pisum sativum to Orobanche crenata. Journal of Experimental Botany, 63: 107-119.

4- Die J. V., Gonzalez Verdejo C. I., Dita M. Á., Nadal S., and Roman B. 2009. Gene expression analysis of molecular mechanisms of defense induced in Medicago truncatula parasitized by Orobanche crenata. Plant Physiology and Biochemistry, 47: 635-641.

5- Echevarria-Zomeno S., Perez-de-Luque A., Jorrin J., and Maldonado A. 2006. Pre-haustorial resistance to broomrape (Orobanche cumana) in sunflower (Helianthus annuus): cytochemical studies, Journal of Experimental Botany, 57: 4189 - 4200.

6- El-Maarouf-Bouteau H., Moreau E., Errakhi R., and Salle G. 2008. A diffusible signal from germinating Orobanche ramosa elicits early defense responses in suspension-cultured Arabidopsis thaliana. Plant Signaling & Behavior, 3: 189-193.

7- Garcia-Torres L., Castejon-Munoz M., Lopez-Granados F., and Jurado-Exposito M. 1995. Imazapyr applied postemergence in sunflower (Helianthus annuus) for broomrape (Orobanche cernua) control. Weed technology : a Journal of the Weed Science Society of America, 9: 819-824.

8- Gharbi I., Ricard B., Smiti S., Bizid E., and Brouquisse R. 2009. Increased hexose transport in the roots of tomato plants submitted to prolonged hypoxia. Planta, 230: 441-448.

9- Gonzalez-Andújar J. L., Martinez-Cob A., Lopez-Granados F., and Garcia-Torres L. 2001. Spatial distribution and mapping of crenate broomrape infestations in continuous broad bean cropping. Weed Science, 49: 773-779.

10- Hanounik S., and Bisiri M. 1991. Status of disease of faba bean in the mediterraneun region and their control

11- Kermani M., Asgari H., Marashi H., Mirshamsi A. 2012. Evaluation of tomato genotype (Lycopersicon esculentum) and (solanum spp. ) for egyption brooprape (Orobanche agyptica) resistance. Journal of Plant Protection, 28: 539-546.

12- Lejeune A., Constant S., Delavault P., Simier P., Thalouarn P., and Thoiron S. 2006. Involvement of a putative Lycopersicon esculentum wall-associated kinase in the early steps of tomato–Orobanche ramosa interaction. Physiological and Molecular Plant Pathology, 69: 3-12.

13- Lemoine R. 2000. Sucrose transporters in plants: update on function and structure. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. 1465: 246-262.

14- Letousey P., De Zelicourt A., Vieira Dos Santos C., Thoiron S., Monteau F., Simier P., Thalouarn P., and Delavault P. 2007. Molecular analysis of resistance mechanisms to Orobanche cumana in sunflower. Plant Pathology, 56: 536-546.

15- Pozo M. J., Azcon-Aguilar C., Dumas-Gaudot E., and Barea J. M. 1998. Chitosanase and chitinase activities in tomato roots during interactions with arbuscular mycorrhizal fungi or Phytophthora parasitica. Journal of Experimental Botany, 49: 1729-1739.

16- Rispail N., Dita M., Gonzalez-Verdejo C., Perez-de-Luque A., Castillejo M., Prats E., Roman B., Jorrin J., and Rubiales D. 2007. Plant resistance to parasitic plants: molecular approaches to an old foe. New Phytol. 173: 703 - 712.

17- Roitsch T. 1999. Source-sink regulation by sugar and stress. Current Opinion in Plant Biology, 2: 198-206.

18- Vieira dos Santos C., Delavault P., Letousey P., and Thalouarn P. 2003. Identification by suppressive subtractive hybridization and expression analysis of Arabidopsis thaliana putative defence genes during Orobanche ramosa infection. Physiological and Molecular Plant Pathology, 62: 297 - 303.