بررسی توانایی سویه‌های مختلف Agrobacterium rhizogenes در القای ریشه مویین و تولید متابولیت‌های ثانویه در گیاه ریحان (Ocimum basilicum L.)

علوم باغبانی

مقاله 7، دوره 34، شماره 2 - شماره پیاپی 46، تابستان 1399، صفحه 273-284  

نوع مقاله: مقالات پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jhorts4.v34i2.82167

نویسندگان

مریم زارع حسن آبادی؛ علی گنجعلی ؛ مهرداد لاهوتی؛ نسرین مشتاقی

دانشگاه فردوسی مشهد

چکیده

ریحان(Ocimum basilicum L.)  حاوی مقادیر بالایی از ترکیبات فنلی و ترکیبات فعال زیستی با نقش آنتی‌اکسیدانی است. سیستم کشت ریشه‌ مویین˓ روشی مناسب برای تولید ترکیبات ثانویه دارویی می‌باشد. جهت بررسی توانایی سویه‌های باکتری Agrobacterium rhizogenes در القای ریشه مویین و تولید متابولیت­های ثانویه˓ گیاهچه­های ریحان در محیط کشت MS2/1 کشت شدند. پس از 45 روز˓ ریزنمونه‌های برگ˓ ساقه و نواحی گره توسط چهار سویه باکتری (ATCC-15834, A4, MSU, R1000) تلقیح شدند و ریشه مویین را در زمان‌های متفاوت القاء کردند. پس از 14 روز˓ریشه‌های مویین تنها در نواحی گره ظاهر شدند ولی ریزنمونه‌های برگ و ساقه پاسخی به تلقیح نشان ندادند. ریشه­های تولید شده به محیط MS مایع منتقل شدند و پس از 60 روز˓ ویژگی‌های رشد و میزان فنل کل بررسی گردید. DNA‌ ژنومی از ریشه‌های مویین و غیرمویین استخراج و ماهیت القای ریشه­های مویین با استفاده از آغازگرهای اختصاصی ژن rol C در واکنش زنجیره­ای پلیمراز (PCR) تایید شد. درصد القای ریشه مویین به طور معنی‌داری تحت تاثیر سویه باکتری قرار داشت. بالاترین درصد القای ریشه (1/68 درصد)˓ بیشترین تعداد ریشه مویین در هر ریزنمونه (8/4 عدد) و بیشترین طول ریشه (8/1 سانتی‌متر) به سویه ATCC-15834 تعلق داشت. بالاترین وزن خشک (2/103 میلی‌گرم) و میزان فنل کل (312 میلی­گرم گالیک­اسید بر گرم ماده خشک) به همین سویه مربوط بود که افزایش 6/4 برابری نسبت به شاهد غیرمویین داشت. نتایج این مطالعه نشان داد که سویه ATCC-15834 را می­توان به عنوان یک سویه موثر در القا و رشد ریشه‌‎های مویین و نیز تولید متابولیت ثانویه در ریحان معرفی کرد.

کلیدواژه‌ها

آگروباکتریوم رایزوژنز؛ ریحان؛ ریشه مویین؛ فنل کل

مراجع

1. Ahmadi Moghadam Y., Piri K., Bahramnejad, B., and Ghiasvand, T. 2014. Dopamine production in hairy root cultures of Portulaca oleracea (Purslane) using Agrobacterium rhizogenes. Journal of Agricultural Science and Technology, 16:409-420.

2. Bais H.P., Walker T.S., Schweizer H.B., and Vivanco J.M. 2002. Root specific elicitation and antimicrobial activity of rosmarinic acid in hairy root cultures of Ocimum basilicum. Plant Physiology Biochemistry, 40:983 95.

3. Chen H., and Chen F. 2000. Induction of phytoalexin formation in crown gall and hairy root culture of Salvia miltiorrhiza by methyl viologen. Biotechnology Letters, 22(8):715–720.

4. Chung I.M., Rekha K., Rajakumar G., and Thiruvengadam, M. 2016. Production of glucosinolates, phenolic compounds and associated gene expression profiles of hairy root cultures in turnip (Brassica rapa ssp. rapa). 3 Biotech, 6:175.

5. Danial M., Keng C.L., Alwee S.S., and Subramaniam S. 2011. Seed histology of recalcitrant Eurycoma longifolia plants during germination and its beneficial attribute for hairy roots production. Journal of Medicinal Plants Research, 5(1):93-98.

6. Farsi M., Moshtaghi N., Shahriari F.A., and Raeisi M. 2005. Investigation on growth stability and alkaloid content of transformed hairy roots in Datura stramonium. Agricultural sciences and technology, 19(2):47-56.

7. Gabr A.M., Sytar O., Ahmed A.R., and Smetanska I. 2012. Production of phenolic acid and antioxidant activity in transformed hairy root cultures of common buckwheat (Fagopyrum esculentum M.). Australian Journal of Basic and Applied Sciences, 6(7): 577-586.

8. Gangopadhyay M., Chakraborty D., Bhattacharyya S., and Bhattacharya S., 2010. Regeneration of transformed plants from hairy roots of Plumbago Indica. Plant cell tissue and organ culture, 102(1):109-114.

9. Gupta S.K., Liu R.B., Liaw S.Y., Chan H.S., and Tsay H.S. 2011. Enhanced tanshinone production in hairy roots of ‘Salvia miltiorrhiza Bunge’ under the influence of plant growth regulators in liquid culture. Botanical Studies, 52:435-443.

10. Ionkova I., Karting T., and Alfermann W. 1997. Cycloartanesaponin production in hairy root cultures of Astragalus mongholicus. Phytochemistry, 45:1597-1600.

11. Karam N.S., Jawad F.M., Arikat N.A., and Shibli R.A., 2003. Growth and rosmarinic acid accumulation in callus, cell suspension, and root cultures of wild Salvia fruticosa. Plant cell tissue and organ culture, 73:117-121.

12. Khezerluo M., Hosseini B., and Amiri J. 2018. Sodium nitroprusside stimulated production of tropane alkaloids and antioxidant enzymes activity in hairy root culture of Hyoscyamus reticulatus L. Acta Biologica Hungarica, 69(4):437-448.

13. Kim Y., Wyslouzil B.E., and Weathers P.J. 2002. Secondary metabolism of hairy root cultures in bioreactors. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Plant 38(1):1–10.

14. Kumar V., Desai D., and Shriram V. 2014. Hairy root induction in Helicteres isora L. and production of Diosgenin in hairy roots. Naural Products and Bioprospecting, 4:107–112.

15. Kwee E.M., and Niemeyer E.D. 2011. Variations in phenolic composition and antioxidant properties among 15 basil (Ocimum basilicum L.) cultivars. Food Chemistry, 12:1044-1050.

16. Lee S.Y., Cho S.I., Park M.H., Kim Y.K., Choi J.E., and Park S.U. 2007. Growth and rutin production in hairy root cultures of buckwheat (Fagopyrum esculentum M.). Preparative Biochemistry and Biotechnology, 37(3):239-246.

17. Lee S.Y., Xu H., Kim Y.K., and Park S.U. 2008. Rosmarinic acid production in hairy root cultures of Agastache rugosa Kuntze. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 24:969-972.

18. Lee S.U., Kimi S.U. , Song W.S., Kim Y.K., Park N.I., and Park S.U. 2010, Influence of different strains of Agrobacterium rhizogenes on hairy root induction and production of alizarin and purpurin in Rubia akane Nakai. Romanian Biotechnological Letters, 15(4):5405-5409.

19. Majumdar S., Garai S., and Jha S. 2011. Genetic transformation of Bacopa monnieri by wild type strains of Agrobacterium rhizogenes stimulates production of bacopa saponins in transformed calli and plants. Plant Cell Reports, 30(5):941-954.

20. Mateus L., Cherkaout S., Christen P., and Oksman-Caldentey K.M. 2000. Simultaneous determination of scopolamine, hyoscyamine and littorine in plants and different hairy root clones of Hyoscyamus muticus by micellar electrokinetic chromatography. Phytochemistry, 54:517-523.

21. Modnicki D., and Balcerek M. 2009. Estimation of total polyphenols contents in Ocimum basilicum L., Origanum vulgare L. and Thymus vulgaris L. commercial samples. Herba Polonica, 55(1):35-42.

22. Mohiuddin A.M., Cabdullah Z., Chowdhury K., Harikrishna K., and Napis S. 2011. Enhanced virulence gene activity of Agrobacterium in Muskmelon (Cucumis melo L.) cv. `Birdie´. Notulae Scientia Biologicae, 3:71-79.

23. Murashige T., and Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Plant Physiology, 15:473-497.

24. Park S.U., Kim Y.K., and Lee S.Y. 2009. Establishment of hairy root culture of Rubia akane Nakai for alizarin and purpurin production. Scientific Research and Essay, 4(2):094-097.

25. Park N.I., Xiaohua L., Uddin R.M., and Park S.U. 2011. Phenolic compound production by different morphological phenotypes in hairy root cultures of Fagopyrum tataricum Gaertn. Archives of Biological Sciences, Belgrade, 63(1):193-198.

26. Rahnama H. 2007. Silimarin production using hairy root culture of Silybum marianum. In: Proceedings of Symposium of Medicinal Plants. Iran, Shahed University, 554-573. (In Farsi)

27. Scagel C.F., and Lee J. 2012. Phenolic composition of basil plants is differentially altered by plant nutrient status and inoculation with mycorrhizal fungi. Horticultural Science, 47:660–671.

28. Sharma M., Ahujab A., Guptac R., and Mallubhotla S. 2014. Enhanced bacoside production in shoot cultures of Bacopa monnieri under the influence of abiotic elicitors. Natural Product Research, 29(8):745-749.

29. Sharp P.I., Kries M., Shewry P.R., and Gale M.D. 1988. Location of β-amylase sequences in wheat and its relatives. Theoretical and applied genetics, 75 (2):286-290.

30. Shen B., Hohmann S., Jensen R.G., and Bohnert, H.J. 1999. Roles of sugar alcohols in osmotic stress adaptation. Replacement of glycerol by mannitol and sorbitol in yeast. Plant Physiology, 121(1):45-52.

31. Singleton V.L., and Rossi J.A. 1965. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. American journal of enology and viticulture, 16:144-158.

32. Srivastava S., Cahill D.M., Conlan X.A., and Adholeya A. 2014. A novel in vitro whole plant system for analysis of polyphenolics and their antioxidant potential in cultivars of Ocimum basilicum. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 62(41):10064–10075. Srivastava S., Conlan X.A., Adholeya A., and Cahill D.M. 2016. Elite hairy roots of Ocimum basilicum as a new source of rosmarinic acid and antioxidants. Plant Cell Tissue Organ Culture, 126:19–32.

33. Stojakowska A., Malarz J., Szewczyk A., and Kisiel W. 2012. Caffeic acid derivatives from a hairy root culture of Lactuca virosa. Acta Physiologiae Plantarum, 34(1):291-298.

34. Thilip C., Raju C.S., Varutharaju K., Aslam A., and Shajahan A. 2015. Improved Agrobacterium rhizogenes-mediated hairy root culture system of Withania somnifera L.Dunal using sonication and heat treatment. 3 Biotech, 5(6):949-956.

35. Tiwari R.K., Trivedi M., Guang Z.C., Guo G.Q., and Zheng G.C. 2007. Genetic transformation of Gentiana macrophylla with Agrobacterium rhizogenes: growth and production of secoiridoid glucoside gentiopicroside in transformed hairy root cultures. Plant Cell Reports, 26:199-210.

36. Winans SC. 1992. Two-way chemical signaling in Agrobacterium-plant interactions. Microbiology and Molecular Biology Reviews 56(1):12-31.

37. Zhao J., Lou J., Mou Y., Li P., Wu J., and Zhou L. 2011. Diterpenoidtanshinones and phenolic acids from cultured hairy roots of Salvia miltiorrhiza Bunge and their antimicrobial activities. Molecules, 16(3):2259-2267.