ارزیابی نشانگرهای مبتنی بر رتروترنسپوزون ها در شناسایی مکان های مرتبط با صفات مهم زراعی و مقاومت به بیماری پوسیدگی اسکلروتینیایی یقه ساقه در آفتابگردان روغنی (Helianthus annuus L.) تحت شرایط مزرعه ای

پژوهشهای زراعی ایران

مقاله 4، دوره 16، شماره 1 - شماره پیاپی 49، فروردین 1397، صفحه 83-96   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/gsc.v16i1.58597

نویسندگان

رشید پاک نیا¹؛ فرج اله شهریاری احمدی^{* 1}؛ رضا درویش زاده²؛ سعید ملک زاده شفارودی¹

¹دانشگاه فردوسی مشهد

²دانشگاه ارومیه

چکیده

آفتابگردان (Helianthus annuus L.) یکی از گیاهان دانه روغنی است. پوسیدگی طوقه یکی از مهمترین بیماری‌های آفتابگردان در دنیا
می‌باشد که در شرایط محیطی مناسب باعث از بین رفتن کل محصول می‌شود. در این مطالعه به منظور تجزیه ارتباطی صفات مهم زراعی و مقاومت به قارچ اسکلروتینیا (Sclerotinia sclerotiorum) تعداد 100 لاین خالص آفتابگردان روغنی در مزرعه‌ای در روستای وقاصلوی سفلی از توابع شهرستان ارومیه در قالب طرح لاتیس ساده 10×10 در 2 تکرار کشت شدند. پنج بوته از هر ژنوتیپ در هر تکرار با جدایه قارچی جمع‌آوری شده از گیاهان آفتابگردان آلوده همان مزرعه در سال قبل تلقیح شدند. صفات درصد پیشرفت آلودگی قارچی بعد از 4، 8 و 12 روز، وزن صد دانه گیاه آلوده نشده، وزن صد دانه گیاه آلوده شده، عملکرد گیاه آلوده نشده، عملکرد گیاه آلوده شده، افت وزن صد دانه و افت عملکرد ارزیابی شدند. از طرفی پروفیل مولکولی جمعیت با 28 آغازگر مبتنی بر رتروترنسپوزن (7 جفت آغازگر IRAP و 7 جفت آغازگر REMAP) تهیه شد. تجزیه ساختار ژنتیکی جمعیت به‌عنوان پیش نیاز تجزیه ارتباط با روش بیزین منجر به شناسایی 2 زیر جمعیت شد. در تجزیه ارتباط بر اساس مدل خطی مخلوط (MLM)، 27 نشانگر رتروترنسپوزونی مرتبط با صفات مورد مطالعه شناسایی شدند. بیشترین تعداد نشانگر برای صفات درصد پیشرفت آلودگی بعد از 4 روز و عملکرد تک بوته گیاه آلوده شده شناسایی شد. در این مطالعه چندین مکان مشترک برای صفات مورد مطالعه شناسایی شد. وجود نشانگرهای مشترک در میان برخی صفات بررسی شده می‌تواند ناشی از اثرات پلیوتروپی و یا پیوستگی نواحی ژنومی دخیل در کنترل این صفات باشد. نتایج به‌دست آمده از این مطالعه اطلاعات ارزشمندی در زمینه مبنای ژنتیکی صفات مورد مطالعه ارائه می‌دهد که از این اطلاعات می‌توان در برنامه‌های مختلف و از جمله انتخاب به کمک نشانگر (MAS) در آفتابگردان استفاده نمود. می‌توان با توالی‌یابی مکان‌هایی که تغییرات قابل توجهی از صفات را توجیه می‌نمایند، ژن‌های کدکننده مقاومت به بیماری و صفات مهم زراعی را شناسایی نمود.

کلیدواژه‌ها

آفتابگردان؛ ساختار جمعیت؛ عدم تعادل لینکاژی؛ نشانگرهای مولکولی؛ نقشه یابی ارتباطی

مراجع

1. Abdi, N., Darvishzadeh, R., Jafari, M., Pirzad, A., and Haddadi, P. 2012. Genetic analysis and QTL mapping of agro-morphological traits in sunflower (Helianthus annuus L.) under two contrasting water treatment conditions. Plant Omics 5 (2): 149-158.

2. Allinne, C., Maury, P., Sarrafi, A., and Grieu, P. 2009. Genetic control of physiological traits associated to low temperature growth in sunflower under early sowing conditions. Plant Science 177: 349-359.

3. Anandhan, T., Manivannan, N., Vindhiyaman, P., and Jeykaumar, P. 2010. Single marker analysis in sunflower (Helianthus annuus L.). Electronic Journal of Plant Breeding 1 (4): 1227-1234.

4. Andaya, V. C., Tabanao, D., Maramara, G., and Sebastian, L. S. 1996. Correlation of molecular diversity with heterosis in nine lowland rice. Philippine Journal of Crop Science 21: 4.

5. Aranzana, M. J., Kim, S., Zhao, K., Bakker, E., Horton, M., Jakob, K., Lister, C., Molitor, J., Shindo, C., Tang, C., Toomajian, C., Traw, B., Zheng, H., Bergelson, J., Dean, C., Marjoram, P., and Nordborg, M. 2005. Genome-wide association mapping in Arabidopsis identifies previously known flowering time and pathogen resistance genes. PLoS Genet 1(5): e60.

6. Bolton, M. D., Thomma, B. P. H. J., and Nelson, B. D. 2006. Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary: biology and molecular traits of a cosmopolitan pathogen. Molecular Plant Pathology 7: 1-166.

7. Bradbury, P. J., Zhang, Z., Kroon, D. E., Casstevens, T. M., Randoss, Y., and Buckler, E. S. 2007. TASSEL: software for association mapping of complex traits in diverse samples. Bioinformatics 23: 2633-2635.

8. Breseghello, F., and Sorrells, M. E. 2006. Association mapping of kernel size and milling quality in wheat (Triticum aestivum L.) cultivars. Genetics 172: 1165-1177.

9. Campbell, M. A., Fitzgerald, H. A., and Ronald, P. C. 2002. Engineering pathogen resistance in crop plants. Transgenic Research 11: 599-613.

10. Carson, M. L. 1991. Relationship between phoma black stem severity and yield losses in hybrid sunflower. Plant Disease 75: 1150-1153.

11. Darvishzadeh, R. 2012. Association of SSR markers with patial resistance to Sclerotinia sclerotiorum isolates to sunflower. Australian Journal of Crop Science 6 (2): 276-282.

12. Ebrahimi, A., and Sarrafi, A. 2012. Genetic Variability and identification of markers in gamma-irradiation induced mutants of sunflower under water stress condition. Iranian Journal of Genetics and Plant Breeding 1 (2): 1-8.

13. Evanno, G., Reganut, E., and Goudet, J. 2005. Detecting the number of clusters of individuals using the software STRUCTURE: a simulation study. Molecular Ecology 14: 2611-2620.

14. Eyvaznejad, N., and Darvishzadeh, R. 2014. Identification of QTLs for grain yield and some agro-morphological traits in sunflower (Helianthus annuus L.) using SSR and SNP markers. Journal of Plant Molecular Breeding 2 (2): 68-87

15. Flint-Garcia, S. A., Thornsberry, J. M., and Buckler, E. S. 2003. Structure of linkage disequilibrium in plants. Annual Review of Plant Biology 54: 357-374.

16. Fusari C. M., Rienzo J. A. D., Troglia C., Nishinakamasu V., Moreno M. V., Maringolo C., Quiroz F., Álvarez D., Escande A., Hopp E., Heinz R., Lia V. V., and Paniego N. B. 2012. Association mapping in sunflower for sclerotinia head rot resistance. BMC Plant Biology 12 (93): 1-13.

17. Gulya, T. J., Rashid, K. Y., and Masirevic, S. N. 1997. Sunflower diseases. In Sunflower technology and production, Madison, Wisconsin, USA, p. 263-379.

18. Hahn, V. 2002. Genetic variation for resistance to Sclerotinia head rot in sunflower inbred lines. Field Crops Research 77: 153-159

19. Inostroza, L., Pozo, A. D., Matus, I., Castillo, D., Hayes, P., Machado, S., and Corey, A. 2009. Association mapping of plant height, yield, and yield stability in recombinant chromosome substitution lines (RCSLs) using Hordeum vulgare subsp. spontaneum as a source of donor alleles in a Hordeum vulgare subsp. Vulgare background. Molecular Breeding 23: 365-376.

20. Jun, T. H., Van, K., Kim, M. Y., Lee, S. H., and Walker, D .R. 2008. Association analysis using SSR markers to find QTL for seed protein content in soybean. Euphytica 62: 179-191.

21. Liue, L., Wang, L., Yao, J., Zheng, Y., and Zhao, C. 2010. Association mapping of six agronomic traits on chromosome 4A of wheat (Triticum aestivum L.). Molecular Plant Breeding 1 (5): 1-10.

22. Mandel, J. R., Nambeesan, S., Bowers, J. E., Marek, L. F., Ebert, D., Rieseberg, L. H., Knapp, J. M., and Burk, J. M. 2013. Association mapping and the genomic consequence of selection in sunflower. Genetics 9 (3): 1-13.

23. Masirevic, S., and Gulya, T. J. 1992. Sclerotinia and phomopsis-two devastating sunflower pathogens. Field Crops Research 30: 271-300.

24. Micic, Z., Hahn, V., Bauer, E., Schon, C. C., Knapp, S. J., Tang, S., and Melchinger, A. E. 2004. QTL mapping of Sclerotinia midstalk rot resistance in sunflower. Theoretical and Applied Genetics 109: 1474-1484.

25. Myles, S., Peiffer, J., Brown, P. J., Ersoz, E. S., Zhang, Z., Costich, D. E., and Buckler, E. S. 2009. Association mapping: critical considerations shift from genotyping to experimental design. Plant Cell 21: 2194-2202.

26. Onemli, F., and Gucer, T. 2010. Response to drought of some wild species of Helianthus at seedling growth stage. Helia 33 (53): 45-54.

27. Pritchard, J. K., Stephens, M., and Donnelly, P. 2000. Inference of population structure using multilocus genotype data. Genetics 155: 945-959.

28. Purdy, L. H. 1979. Sclerotinia sclerotiorum: History, diseases and symptomatology, host range, geographic distribution and impact. Phytopathology 69: 875-880.

29. Rafalski, J. A. 2002a. Applications of single nucleotide polymorphisms in crop genetics. Current Opinion in Plant Biology 5: 94-100.

30. Rafalski, J. A. 2002b. Novel genetic mapping tools in plants: SNPs and LD-based approaches. Plant Science 162: 329-333.

31. Rönicke, S., Hahn, V., and Friedt, W. 2005. Resistance to Sclerotinia sclerotiorum of ‘high oleic’ sunflower inbred lines. Plant Breeding 124: 376-381

32. Rosenberg, N. A., Pritchard, J. K., Weber, J. L., Cann, H. M., Kidd, K. K., Zhivotovsky, L. A., and Feldman, M. W. 2002. Genetic structure of human populations. Science 298: 2381-2385.

33. Roy, J. K., Bandopadhyay, R., Rustgi, S., Balyan, H. S., and Gupta, P. K. 2006. Association analysis of agronomically important traits using SSR, SAMPL and AFLP markers in bread wheat. Current Science 90: 5-10.

34. Spataro, G., Tiranti, B., Arcaleni, P., Bellucci, E., Attene, G., Papa, R., Spagnoletti Zeuli, P., and Negri, V. 2011. Genetic diversity and structure of a worldwide collection of Phaseolus coccineus L. Theoretical and Applied Genetics 122: 1281-1291.

35. Speed, D., Hemani, G., Johnson, M. R., and Balding, D. J. 2012. Improved heritability estimation from genome-wide SNPs. American Journal of Human Genetics 91: 1011-1021.

36. Sukumaran, S., Xiang, W., Bean, S. R., Pedersen, J. F., Kresovich, S., Tuinstra, M. R., Tesso, T. T., Hamblin, M. T., and Yu, J. 2012. Association mapping for grain quality in a diverse sorghum collection. The Plant Genome 5: 126-135.

37. Talukder, I. Z., Hulke, S. B., Qi, L., Scheffler, E. B., Pegadaraju, V., McPhee, K., and Gulya, J. T. 2014. Candidate gene association mapping of Sclerotinia stalk rot resistance in sunflower (Helianthus annuus L.) uncovers the importance of COI1 homologs. Theoretical and Applied Genetics 127: 193-209.

38. Thornsberry, J. M., Goodman, M. M., Doebley, J., Kresovich, S., and Nielsen, D. 2001. Dwarf8 polmorphisms associate with variation in flowering time. Nature Genetics 28: 286-89.

39. Tuberosa, R., Salvi, S., Sanguineti, M. C., Landi, P., Maccaferri, M., and Conti, S. 2002. Mapping QTLs regulating morpho-physiological traits and yield in drought-stressed maize: case studies, shortcomings and perspectives. Annals of Botany 89: 941-963.

40. Wang, W. Y. S., Barratt, B. J., Clayton, D. G., and Todd, J. A. 2005. Genome-wide association studies: theoretical and practical concerns. Nature Reviews Genetics 6: 109-118.

41. Würschum, T., Anyanga, W. O., and Hahn, V. 2014. Inheritance of Sclerotinia Midstalk Rot Resistance in Elite Sunflower Breeding Germplasm. Helia 37 (61): 193-203.

42. Yue, B., Radi, S. A., Vick, B. A., Cai, X., Tang, S., Knapp, S. J., Gulya T. J., Miller J. F., and Hu, J. 2008. Identifying quantitative trait loci for resistance to Sclerotinia head rot in two USDA sunflower germplasms. Phytopathology 98: 926-931.

43. Zhu, C., Gore, M., Buckler, E. S., and Yu, J. 2008. Status and prospects of association mapping in plants. Plant Genome 1: 5-20.