فراتحلیل داده‌های بیانی RNA-Seq و Microarray برای شناسایی ژن‌های مؤثر در رشد و نمو عضله گوسفند

پژوهشهای علوم دامی ایران

مقاله 7، دوره 15، شماره 4 - شماره پیاپی 56، دی 1402، صفحه 557-569   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/ijasr.2023.79909.1111

نویسندگان

فهیمه محمدی؛ مجتبی طهمورث پور^* ؛ علی جوادمنش

گروه علوم دامی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران.

چکیده

امروزه می­توان با روش­های بیوانفورماتیکی داده­های حاصل از مطالعات و پلتفرم‌های مختلف را ادغام و از آن­ها بهره برد. در این مطالعه، با ادغام داده­های ریزآرایه و RNA-Seq بافت عضله گوسفند نژاد تکسل موجود در پایگاه داده به مقایسه پروفایل ترنسکریپتومی عضله در دو مقطع سنی جنینی و بلوغ پرداخته شد. برای محاسبه مقادیر بیانی عضله ریزآرایه مربوط به دوران جنینی از بسته­های نرم­افزاری Limma، Biobase و GEOquery در محیط R و برای محاسبه مقادیر بیانی عضله RNA-Seq از پروتکل Tuxedo و بسته نرم­افزاری HTSeq در محیط لینوکس و بسته­نرم­افزاری DESeq2 در محیط R استفاده شد. سپس دو نوع مقادیر بیانی ادغام شدند. نتایج نشان داد، در بافت عضله بین مقطع سنی بلوغ و جنینی بیان 62 ژن (37 ژن افزایش و 25 ژن کاهش بیان) اختلاف معناداری داشتند. با رسم شبکه ژنی بین ژن­های افتراقی، 15 ژن منتخب MYH1، ACTN3، CASQ1، TMOD4، FBP2، SLC2A4، MX1، COX4I1، SOD2، MFN2،UQCRB، UCP3، PRKAB2، PHKG2، PPP1R3C شناسایی شدند. عملکرد این ژن­ها در تکثیر سلولی، تشکیل میوفیبریل­ها و متابولیسم­های چربی­زایی ثابت شده­است. آنالیز هستی­شناسی ژن­های افتراقی نقش برخی از این ژن­ها مثل ACTN3 وCASQ1 را در فرآیندهای زیستی مثل توسعه سلول عضلانی مخطط، مسیرهای علامت‌دهی Calcineurin-NFAT و JAK-STAT آشکار کرد. این مطالعه علاوه‌بر تأیید روش ادغامی داده­های ناهمگن، دیدی کلی از تفاوت‌های ترنسکریپتومی بافت عضله­ گوسفند تکسل در دو مقطع مهم سنی را فراهم آورد تا ژن­های منتخب معرفی­شده منبع مفیدی برای بررسی‌های زیستی ژن‌های مربوط به رشد و نمو عضله باشد.

کلیدواژه‌ها

ادغام داده‌های ناهمگن؛ بیان افتراقی ژن‌ها؛ شبکه ژنی؛ هستی‌شناسی ژن‌ها

مراجع

1. Almenar-Queralt, A., Lee, A., Conley, C. A., de Pouplana, L. R., & Fowler, V. M. (1999). Identification of a novel tropomodulin isoform, skeletal tropomodulin, that caps actin filament pointed ends in fast skeletal muscle. Journal of Biological Chemistry, 274(40),28466-28475. https://doi.org/1074/jbc.274.40.28466.
2. Badday Betti, S., Tahmoorespur, M., & Javadmanesh, (2022). Identification of lncRNAs expression and their regulatory networks associated with development and growth of skeletal muscle in sheep using RNA-Seq. Agriculture and Natural Resources, 56(2),373-386. https://doi.org/10.34044/j.anres.2022.56.2.15
3. Bakhshalizadeh, S., Zerehdaran, S., & Javadmanesh, A. (2021). Meta-analysis of genome-wide association studies for somatic cells score trait in dairy cows. Journal of Ruminant Research, 9(3),39-58. https://doi.org/10.22069/ejrr.2021.19036.1787
4. Beggs, A. H., Byers, T. J., Knoll, J. H., Boyce, F. M., Bruns, G. A. & Kunkel, L. M. (1992). Cloning and characterization of two human skeletal muscle alpha-actinin genes located on chromosomes 1 and 11. The Journal of Biological Chemistry, 267(13), 9281–8.
5. Betti, S., Tahmoorespur, M. & Javadmanesh, A. (2022). Alternative Splicing Novel lncRNAs and Their Target Genes in Ovine Skeletal Muscles. Journal of Cell and Molecular Research, 13(2), 129-136. https://doi.org/10.22067/jcmr.2022.74635.1027
6. Boss, O., Giacobino, J. P. & Muzzin, P. (1998). Genomic structure of uncoupling protein-3 (UCP3) and its assignment to chromosome 11q13. Genomics, 47 (3), 425–6. https://doi.org/1006/geno.1997.5135.
7. Cheung, P. C., Salt, I. P., Davies, S. P., Hardie, D. G. & Carling, D. (2000). Characterization of AMP-activated protein kinase gamma-subunit isoforms and their role in AMP binding. Biochemical Journal, 346(3), 659-669. https://doi.org/10.1042/bj3460659.
8. Doherty, M. J., Young , P. R. & Cohen , P. T. (1997). Amino acid sequence of a novel protein phosphatase 1 binding protein (R5) which is related to the liver- and muscle-specific glycogen binding subunits of protein phosphatase 1. FEBS letters, 399(3), 339-343. https://doi.org/10.1016/s0014-5793(96)01357-9.
9. Filadi, R., Pendin, D. & Pizzo, P. (2018). Mitofusin 2: from functions to disease. Cell Death & Disease, 9(3), 330. https://doi.org/10.1038/s41419-017-0023-6.
10. Horisberger, M. A. (1992). Interferon-induced human protein MxA is a GTPase which binds transiently to cellular proteins. Journal of Virology, 66(8), 4705-4709. https://doi.org/1128/JVI.66.8.4705-4709.1992 .
11. Huang, C. Y., Yuan , C. J., Livanova, N. B. & Graves, D. J. (1994). Expression, purification, characterization, and deletion mutations of phosphorylase kinase gamma subunit: identification of an inhibitory domain in the gamma subunit. Reversible Protein Phosphorylation in Cell Regulation, 7–18. https://doi.org/10.1007/978-1-4615-2600-1_1.
12. Huang, S. & Czech, M. P. (2007). The GLUT4 glucose transporter. Cell Metabolism, 5(4), 237–52. https://doi.org/1016/j.cmet.2007.03.006.
13. Hüttemann, M., Kadenbach, B. & Grossman, L. I. (2001). Mammalian subunit IV isoforms of cytochrome c oxidase. Gene, 267(1), 111–23. https://doi.org/1016/s0378-1119(01)00385-7 .
14. Jung, H. J., Kim, K. H., Kim, N. D., Han, G. & Kwon, H. J. (2011). Identification of a novel small molecule targeting UQCRB of mitochondrial complex III and its anti-angiogenic activity. Bioorganic & medicinal chemistry letters, 21(3), 1052-1056. https://doi.org/10.1016/j.bmcl.2010.12.002.
15. Jung, J., Mok, C., Lee, W. & Jang, W. (2017). Meta-analysis of microarray and RNA-Seq gene expression datasets for carcinogenic risk: An assessment of Bisphenol A. Molecular & Cellular Toxicology, 13(2), 239-249. https://doi.org/1007/s13273-017-0026-5.
16. Kamali, Javadmanesh, A., Stelinski, L, L, Kyndt, T., Seifi, A., Cheniany, M., Zaki-Aghl,, M., Hosseini, M., Heydarpour, M., Asili, J. & Karimi , J. (2022). Beneficial worm allies warn plants of parasite attack below-ground and reduce above-ground herbivore preference and performance. Molecular Ecology, 31(2), 691-712. https://doi.org/10.1111/mec.16254.
17. Liu, N., He, J. N., Yu, W. M., Liu, K. D., Cheng, M., Liu, J. F., He, Y. H., Zhao, J. S. & Qu, X. X.. (2015). Transcriptome analysis of skeletal muscle at prenatal stages in Polled Dorset versus Small-tailed Han sheep. Genetics and Molecular Research, 14(1), 1085-1095. https://doi.org/4238/2015.February.6.12.
18. Ma, T., Liang, F., Oesterreich, S. & Tseng, G. C. (2017). A joint bayesian model for integrating microarray and RNA sequencing transcriptomic data. Journal of Computational Biology, 24(7), 647-662. https://doi.org/1089/cmb.2017.0056.
19. Mohammadi, F., Tahmoorespur, M. & Javadmanesh, A. (2019). Study of differentially expressed genes, related pathways and gene networks in sheep fetal muscle tissue in thin- and fat-tailed breeds, Animal Science Journal, 32(123), 301-312. https://doi.org/10.22092/asj.2018.122913.1749. (In Persian).
20. Rakus, D., Maciaszczyk, E., Wawrzycka, D., Ułaszewski, S., Eschrich, K. & Dzugaj, A. (2005). The origin of the high sensitivity of muscle fructose 1,6-bisphosphatase towards AMP. FEBS letters, 579(25), 5577-5581. https://doi.org/1016/j.febslet.2005.09.021.
21. Rashidian, Z., Dehdilani, N., Dehghani, H, & Javadmanesh, A. (2020). Isolation and culturing myogenic satellite cells from ovine skeletal muscle. Iranian Journal of Veterinary Science and Technology, 12(2), 36-43. https://doi.org/10.22067/veterinary.v12i2.82979. (In Persian).
22. Sadkowski, T., Jank, M., Oprzadek, J. & Motyl, T. (2006). Agedependent changes in bovine skeletal muscle transcriptomic Journal of Physiology and Pharmacology: an Official Journal of the Polish Physiological Society, 57, 95-110.
23. Saedi, N., Aminafshara, M., Chamania, M., Honarvar, M. & Javadmanesh, A. (2022). Expression pattern and network visualization of genes involved in milk persistency in bovine mammary tissue. Agriculture and Natural Resources, 56(1), 23-34. https://doi.org/10.34044/j.anres.2021.56.1.03
24. Sahraei, S., Nassiri, M. R., Javadmanesh, A., Tohidi, R. & Ebrahimie, E. (2019). Investigation of gene expression and gene networks related to apoptosis in sensitive and resistant Aryan broiler breeders with RNA-Seq. Animal Production Research, 8(1), 53-66.
25. Sun, L., Bai, M., Xiang, L., Zhang, G., Ma, W. & Jiang, H. (2016). Comparative transcriptome profiling of longissimus muscle tissues from Qianhua Mutton Merino and Small Tail Han sheep. Scientific Reports, 6, 33586.
26. Takada, F., Vander Woude, D. L., Tong, H. Q., Thompson, T. G., Watkins, S. C., Kunkel, L. M. & Beggs, A. H. (2001). Myozenin: an alpha-actinin- and gamma-filamin-binding protein of skeletal muscle Z lines. Proceedings of the National Academy of Sciences, 98(4), 1595-1600. https://doi.org/1073/pnas.041609698.
27. Terentyev, D., Viatchenko-Karpinski, S., Györke, I., Volpe, P., Williams, S. C. & Györke, S. (2003). Calsequestrin determines the functional size and stability of cardiac intracellular calcium stores: mechanism for hereditary arrhythmia. Proceedings of the National Academy of Sciences, 100(20), 11759-11764. https://doi.org/1073/pnas.1932318100.
28. Weiss, A., Schiaffino, S. & Leinwand, L. A. (1999). Comparative sequence analysis of the complete human sarcomeric myosin heavy chain family: implications for functional diversity. Journal of Molecular Biology, 290 (1), 61–75. https://doi.org/1006/jmbi.1999.2865.
29. Yan, X., Zhu, M. J., Dodson, M .V. & Du, M. (2013). Developmental programming of fetal skeletal muscle and adipose tissue development. Genomics, 1: 29–38. https://doi.org/10.7150/jgen.3930.
30. Zelko, I. N., Mariani, T. J. & Folz, R. J. (2002). Superoxide dismutase multigene family: a comparison of the CuZn-SOD (SOD1), Mn-SOD (SOD2), and EC-SOD (SOD3) gene structures, evolution, and expression. Free Radical Biology and Medicine, 33(3), 337-349. https://doi.org/10.1016/s0891-5849(02)00905-x.
31. Zerehdaran, S., Ghobakhloo, F., Jabbari Nooghabi, M. & Shariati, M. (2020). Meta-Analysis of studies on genetic parameters of economic traits in Iranian Holstein dairy cows. Journal of Ruminant Research, 8(2), 1-22. https://doi.org/10.22069/ejrr.2020.16994.1703. (In Persian).
32. Zhang, Ch., Wang, G., Wang, J., Ji, Zh., Liu, Zh., Pi, Xi. & Chen, C. (2013). Characterization and Comparative Analyses of Muscle Transcriptomes in Dorper and Small-Tailed Han Sheep Using RNA-Seq Technique. PLOS ONE Journal, 8 (8), 72686.