تأثیر کاربرد روغن‌های گیاهی به همراه علف‌کش ستوکسیدیم بر منحنی کاتسکی

پژوهش های حفاظت گیاهان ایران

مقاله 5، دوره 38، شماره 1 - شماره پیاپی 63، فروردین 1403، صفحه 49-61   

نوع مقاله: مقالات پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jpp.2021.30439.0

نویسندگان

حسین حمامی^{* 1}؛ محمد حسن راشد محصل²؛ مهدی پارسا²؛ محمد بنایان اول²؛ اسکندر زند³

¹گروه مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه بیرجند و عضو گروه پژوهشی گیاه و تنش‌های محیطی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه بیرجند، بیرجند، ایران

²گروه اگروتکنولوژی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران

³مؤسسه تحقیقات گیاه‌پزشکی کشور، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، تهران، ایران

چکیده

امروزه تکنیک فلورسنس کلروفیل به‌عنوان یک روش سریع، کم هزینه و دقیق در مطالعات علف‌کشی مورد استفاده قرار می‌گیرد. به‌منظور تشخیص زودهنگام تأثیر روغن‌های گیاهی بر افزایش کارایی ستوکسیدیم در کنترل یولاف وحشی (L. Avena ludoviciana) آزمایشی گلخانه‌ای در سال 1391 در گلخانه تحقیقاتی دانشگاه فردوسی مشهد انجام شد. حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم دو (F_v/F_m)، تغییرات نسبی فلورسنس در مرحلهJ  (F_vj) و مساحت بین منحنی کاتسکی و F_m (Area) 1، 2، 3، 5 و 7 روز پس از پاشش علف‌کش ستوکسیدیم با و بدون روغن‌های گیاهی اندازه‌گیری شد. این ارزیابی نشان داد که مقادیر پارامترهای F_v/F_m، F_vj و Area در تمامی تیمارهای مورد بررسی کاهش یافت. مقادیر شدت تأثیر کاهشی تیمارها بر هر سه پارامتر فوق به‌ترتیب از زیاد به کم منداب> زیتون> سویا> ذرت> آفتابگردان> کلزا> کنجد> کرچک> پنبه دانه > ستوکسیدیم بدون روغن گیاهی بود. این نتایج با تغییرات وزن خشک ناشی از کاربرد روغن‌های گیاهی منطبق بود. با توجه به نتایج این آزمایش از هر یک از پارامترهای F_v/F_m، F_vj و Area می‌توان برای ارزیابی و مقایسه میزان تأثیر روغن‌های گیاهی بر افزایش کارایی ستوکسیدیم در کنترل یولاف وحشی استفاده کرد.

کلیدواژه‌ها

تغییرات نسبی فلورسنس؛ حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم دو؛ روغن‌های گیاهی؛ فلورسنس کلروفیل

مراجع

1. Abbaspoor, M., & Streibig, J.C. (2005). Clodinafop changes the chlorophyll fluorescence induction curve. Weed Science, 53(1), 1-9. https://doi.org/10.1614/WS-04-131R
2. Abbaspoor, M., & Streibig, J.C. (2007). Monitoring the efficacy and metabolism of phenylcarbamates in sugar beet and black nightshade by chlorophyll fluorescence parameters. Pest Management Science, 63, 576-585. https://doi.org/10.1002/ps.1382
3. Abbaspoor, M., Teicher, H.B., & Streibig, J.C. (2006). The effect of root-obsorbed PSII inhibitors on Kautsky curves parameters in sugar beet. Weed Research, 46, 226-235. https://doi.org/10.1111/j.1365-3180.2006.00498.x
4. Andersen, R.N. (1968). Germination and establishment of weeds for experimental purposes. A Weed Science Society of America Handbook. Urbana, USA.
5. Avarseji, Z., Rashed-Mohassel, M.H., Nezami, A., Abbaspoor, M., & Nassiri-Mahallati, M. (2012). Dicamba + 2, 4-D affects the shape of the Kautsky curves in wild mustard (Sinapis arvensis). Plant Knowledge Journal, 1, 41-45.
6. Barbagallo, R.P., Oxborough, K., Pallett, K.E., & Baker, N.R. (2003). Rapid, non-invasive screening for perturbations of metabolism and plant growth using chlorophyll fluorescence imaging. Plant Physiology, 132, 485-493. https://doi.org/10.1104/pp.102.018093
7. Cabanne, F., Gaudry, J., & Streibig, J.C. (1999). Influence of alkyl oleates on efficacy of phenmedipham applied as an acetone: water solution on Galium aparine. Weed Research, 39, 57- https://doi.org/10.1046/j.1365-3180.1999.00118.x
8. Cabanne, F. (2000). Increased efficacy of clodinafop-propargyl by terpineols and synergistic action with esterified fatty acids. Weed Research, 40, 181-189. https://doi.org/10.1046/j.1365-3180.2000.00177.x.
9. Christensen G., Teicher, H.B., & Streibig, J.C. (2003). Linking fluorescence induction curve and biomass in herbicide screening. Pest Management Science, 59, 1303-1310. https://doi.org/10.1002/ps.763
10. Dayan, F.E., & Zaccaro, M.L.D. (2012). Chlorophyll fluorescence as a marker for herbicide mechanisms of action. Pesticide Biochemistry and Physiology,102(3), 189-197.
11. Elahifard, E., Ghanbari, A., Rashed-Mohassel, M.H., Zand, E., MirshamsiKakhki, A., & Abbaspoor, M. (2013). Measuring chlorophyll fluorescence parameters for rapid detection of ametryn resistant junglerice (Echinochloa colona (L.) Link.). Plant Knowl Journal, 2, 76-82.
12. Hammami, H., Rashed Mohassel. M.H., & Aliverdi, A. (2011). Surfactant and rainfall influenced clodinafop-propargyl efficacy to control wild oat (Avena ludoviciana). Australian Journal of Crop Science, 5, 39-43.
13. Izadi-Darbandi, E., Aliverdi, A., & Hammami, H. (2013). Behavior of vegetable oils in relation to their influence on herbicides’ effectiveness. Industrial Crops and Product, 44, 712-717.
14. Maxwell, , & Johnson, G.N. (2000). Chlorophyll fluorescence-a practical guide. Journal of Experimental Botany, 51, 659-668.
15. Norsworthy, J.K., Talbert, R.E., & Hoagland, R.E. (1999). Chlorophyll fluorescence evaluation of agrochemical interactions with propanil on propanil-resistant barnyardgrass (Echinochloa crus-galli). Weed Science, 47, 13-19.
16. Papageorgiou, G., & Govindjee, C. (2004). (Eds.), Chlorophyll a fluorescence: A signature of photosynthesis, advances in photosynthesis and respiration, vol. 19, Springer, Dordrecht, The Netherlands, 818pp.
17. Prado, J.L.D., Prado, R.A.D., & Shimabukuro, R.H. (1999). The effect of diclofop on membrane potential, ethylene induction, and herbicide phytotoxicity in resistant and susceptible biotypes of grasses. Pesticide Biochemistry Physiology, 63, 1–14.
18. Riethmuller-Haage, I., Bastiaans, L., Kropff, M.J., Harbinson, J., & Kempenaar, C. (2006). Can photosynthesis-related parameters be used to establish the activity of acetolactate synthase inhibiting herbicides on weeds? Weed Science, 54, 974-982.
19. Senseman, S. (2007). Herbicide Handbook. Ninth Edition. Weed science society of American.
20. Strasser, R.J., & Stirbet, A.D., (2001). Estimation of the energetic connectivity of PS II centres in plants using the fluorescence rise O-J-IP; fitting of experimental data to three different PS II models. Mathematics and Computer in Simulation, 56, 451–461.