تأثیر تنش شوری بر دستگاه فتوسنتزی کوشیا (Bassia scoparia) در شرایط مزرعه

پژوهشهای زراعی ایران

مقاله 3، دوره 16، شماره 4 - شماره پیاپی 52، دی 1397، صفحه 743-759   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/gsc.v16i4.62845

نویسندگان

جعفر نباتی^{* 1}؛ محمد کافی¹؛ الهه برومند رضازاده¹؛ علی معصومی²؛ محمد زارع مهرجردی³

¹دانشگاه فردوسی مشهد

²دانشگاه پیام نور

³مجتمع آموزش عالی شیروان

چکیده

تنش شوری سبب ایجاد تغییرات وسیعی در فرآیندهای فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی و مولکولی در گیاهان می‌گردد. فتوسنتز یکی از فرآیندهای فیزیولوژیکی بنیادی و پیچیده است که می‌تواند تحت تأثیر تنش شوری قرار گیرد. میزان و نوع تأثیر بسته به گونه و ژنوتیپ گیاه و درجه شوری متفاوت است. به‌منظور بررسی اثر شوری بر ویژگی‌های فتوسنتزی گیاه کوشیا، آزمایشی به‌صورت کرت‌های دو بار خرد شده با سه سطح شوری (2/5، 5/10 و 1/23 دسی‌زیمنس بر متر) به‌عنوان عامل اصلی و سه توده کوشیا (بیرجند، بروجرد و سبزوار) به‌عنوان عامل فرعی و هفت زمان اندازه‌گیری به‌عنوان عامل فرعی فرعی در قالب طرح بلوک‌‌ کامل تصادفی با سه تکرار اجرا شد. نتایج نشان داد که در تمام تیمارها تحت تأثیر گذر زمان میزان فتوسنتز، تبخیر و تعرق، هدایت روزنه‌ای و مقدار نسبی کلروفیل کاهش و میزان دی‌اکسید کربن اتاقک زیر روزنه، عملکرد کوانتومی فتوسیستم II و کارایی مصرف آب افزایش ‌یافت. توده‌‌های بیرجند و بروجرد به‌ترتیب بیشترین و کمترین شیب کاهش فتوسنتز را در طول زمان اعمال تنش شوری نشان دادند. افزایش شدت شوری اگرچه در مجموع باعث کاهش معنی‌دار فتوسنتز، تبخیر و تعرق و هدایت روزنه‌ای شد، با این حال تأثیر معنی‌داری روی میزان رنگدانه‌های فتوسنتزی، مقدار نسبی کلروفیل و عملکرد کوانتومی فتوسیستم II نداشت. در هشتمین هفته پس از اعمال تنش شوری، میزان فتوسنتز و تبخیر و تعرق اندازه‌گیری شده در تیمارهای شوری و توده‌ها تقریباً برابر بود. این نتایج نشان داد که اثر زمان بر سامانه فتوسنتزی گیاه کوشیا نسبت به تیمارهای شوری اعمال شده بیشتر بود. به نظر می‌رسد با گذر زمان و افزایش زیست‌توده گیاه، به واسطه افزایش تبخیر و تعرق، نیاز برای تأمین آب افزایش می‌یابد؛ که گیاه کوشیا با کاهش محتوی نسبی کلروفیل، با وجود محدودیت آب و کاهش هدایت روزنه‌ای، ضمن افزایش دی‌اکسید کربن اتاقک زیر روزنه و تأمین دی‌اکسید کربن مورد نیاز فتوسنتز، مقدار کارایی مصرف آب و عملکرد کوانتومی فتوسیستم II را افزایش می‌دهد. به علاوه به نظر می‌رسد که به دلیل ساختار متراکم زیست‌توده کوشیا، کاهش محتوی نسبی کلروفیل می‌تواند نقش مؤثری در نفوذ نور به لایه‌های پایین سطح سبز و افزایش راندمان فتوسنتزی در این لایه‌ها داشته باشد.

کلیدواژه‌ها

تبخیر و تعرق؛ عملکرد کوانتومی

مراجع

1. Akram, N. A., and Ashraf, M. 2011. Improvement in growth, chlorophyll pigments and photosynthetic performance in salt-stressed plants of sunflower (Helianthus annuus L.) by foliar application of 5-aminolevulinic acid. Agrochimica 55: 94-104.

2. Ali, Y., Aslam, Z., Ashraf, M. Y., and Tahir, G. R. 2004. Effect of salinity on chlorophyll concentration, leaf area, yield and yield components of rice genotypes grown under saline environment. International Journal of Environmental Science & Technology 1 (3): 221-225.

3. Allakhverdiev, S. I., Nishiyama, Y., Miyairi, S., Yamamoto, H., Inagaki, N. Kanesaki, Y. and Murata, N. 2002. Salt stress inhibits the repair of photo damaged photosystem II by suppressing the transcription and translation of psbA genes in Synechocystis. Plant Physiology 130: 1443-1453.

4. Apostolova, E. L., Dobrikova, A. G., Ivanova P. I., Petkanchin, I. B., and Taneva, S. G. 2006. Relationship between the organization of the PSII super complex and the functions of the photosynthetic apparatus. Journal of Photochemistry and Photobiology B. 83: 114-122.

5. Asada, K. 2006. Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts and their functions. Plant Physiology 141: 391-396.

6. Ashraf, M., and Harris, P. J. C. 2013. Photosynthesis under stressful environments: An overview. Photosynthetica 51: 163-190.

7. Bray, E. A., Bailey-Serres, J., and Weretilnyk, E. 2000. Responses to abiotic stress. In: Buchanan, B., Gruissem, W. and Jones, R. (Eds.), Biochemistry and Molecular Biology of Plants. American Society of Plant Physiology, Rockville.1158-1203.

8. Centritto, M., Loreto, F., and Chartzoulakis, K. 2003. The use of low [CO2] to estimate diffusional and non-diffusional limitations of photosynthetic capacity of salt-stressed olive saplings. Plant, Cell and Environment 26: 585-594.

9. Chaves, M. M., Flexas, J., and Pinheiro, C. 2009. Photosynthesis under drought and salt stress: regulation mechanisms from whole plant to cell. Annals of Botany 103: 551-560.

10. Dere, S., Gines, T., and Sivaci, R. 1998. Spectrophotometric determination of chlorophyll a, b and total carotenoid contents of some algae species using different solvents. Turkish Journal of Botany 22: 13-17.

11. Dulai S., Molnar I., Halo B., and Molnar-Lang. M. 2010. Photosynthesis in the 7H Asakaze Komugi/Manas wheat/barley addition line during salt stress. Acta Agronomica Hungarica 58: 367-376.

12. Dulai, S., Molnar, I., and Molnar-Lang, M. 2011. Changes of photosynthetic parameters in wheat/barley introgression lines during salt stress. Acta Biologica Szegediensis 55: 73-75.

13. Dulai, S., Molnar, I., Szopko, D., Darko, É., Vojtko, A., Sass-Gyarmati, A., and Molnar-Lang, M. 2014. Wheat-Aegilops biuncialis amphiploids have efficient photosynthesis and biomass production during osmotic stress. Journal of Plant Physiology 171: 509-517.

14. Eckardt, N. A. 2009. A new chlorophyll degradation pathway. Plant and Cell 21: 700.

15. Ewing, K., and Dobrowolski, J. P. 1992. Dynamics of shrub die-off salt desert plant community. Journal of Range Management 45: 194-199.

16. Erickson, E., Wakao, S., and Niyogi, K. K. 2015. Light stress and photoprotection in Chlamydomonas reinhardtii. Plant Journal 82: 449-465.

17. Everard, J. D., Gucci, R., Kann, S. C. Flore, J. A., and Loescher, W. H. 1994. Gas exchange and carbon partitioning in the leaves of celery (Apium graveolens L.) at various levels of root zone salinity. Plant Physiology 106: 281-292.

18. Flexas, J., Bota, J., Loreto, F., Cornic, G., and Sharkey, T. D. 2004. Diffusive and metabolic limitations to photosynthesis under drought and salinity in C3 plants. Plant Biology 6: 269-279.

19. Golding, A. J., and Johnson, G. N. 2003. Down-regulation of linear and activation of cyclic electron transport during drought. Planta 218: 107-114.

20. Jaleel, C. A., Manivannan, P., Wahid, A., Farooq, M., Somasundaram, R., and Panneerselvam, R. 2009. Drought stress in plants: a review on morphological characteristics and pigments composition. International Journal of Agriculture and Biology 11: 100-105.

21. Jami Al Ahmadi, M., and Kafi M. 2008. Kochia (Kochia scoparia): To be or not to be? In: Kafi, M., and Khan, M. A. (Eds.), Crop and forage production using saline waters. Daya Publisher, New Delhi.

22. Kafi, M., Asadi, H., and Ganjeali, A. 2010. Possible utilization of high salinity waters and application of low amounts of water for production of the halophyte Kochia scoparia as alternative fodder in saline agroecosystems. Agriculture and Water Management 97: 139-147.

23. Kalaji, H. M., Govindjee, Bosa, K., Koscielniak, J., and Zuk-Golaszewska, K. 2011. Effects of salt stress on photosystem II efficiency and CO2 assimilation of two Syrian barley landraces. Environmental and Experimental Botany 73: 64-72.

24. Leisner, C. P., Cousins, A. B., Offermann, S., Okita, T. W., and Edwards, G. E. 2010. The effects of salinity on photosynthesis and growth of the single-cell C4 species Bienertia sinuspersici (Chenopodiaceae). Photosynthesis Research 106: 201-214.

25. Lu, K. X., Yang, Y., He, Y., and Jiang, D. A. 2008. Induction of cyclic electron flow around photosystem I and state transition are correlated with salt tolerance in soybean. Photosynthetica 46: 10-16.

26. Medici, L. O., Azevedo, R. A., Canellas, L. P., Machado, A. T., and Pimentel, C. 2007. Stomatal conductance of maize under water and nitrogen deficits. Pesquisa Agropecuaria Brasileira 42: 599-601.

27. Mittal, S., Kumari, N., and Sharma, V. 2012. Differential response of salt stress on Brassica juncea: Photosynthetic performance, pigment, proline, D1 and antioxidant enzymes. Plant Physiology and Biochemistry 54: 17-26.

28. Munns, R., and Tester, M. 2008. Mechanisms of salinity tolerance. Annual Review of Plant Biology 59: 651-68.

29. Munns, R., James, R. A., and Lauchli, A. 2006. Approaches to increasing the salt tolerance of wheat and other cereals. Journal of Experimental Botany 57: 1025-1043.

30. Nayyar, H., and Gupta, D. 2006. Differential sensitivity of C3and C4plants to water deficit stress: association with oxidative stress and antioxidants. Environmental and Experimental Botany 58: 106-113.

31. Nippert, J. B., Fay, P. A., and Knapp, A. K. 2007. Photosynthetic traits in C3 and C4 grassland species in mesocosm and field environments. Environmental and Experimental Botany 60: 412-420.

32. Omoto, E., Taniguchi, M., and Miyake, H. 2010. Effects of salinity stress on the structure of bundle sheath and mesophyll chloroplasts in NAD-malic enzyme and PCK type C4 plants. Plant Production Science 13: 169-176.

33. Perveen, S., Shahbaz, M., and Ashraf, M. 2010. Regulation in gas exchange and quantum yield of photosystem II (PSII) in salt stressed and non-stressed wheat plants raised from seed treated with triacontanol. Pakistan Journal of Botany 42: 3073-3081.

34. Qiu, N., Lu, Q., and Lu, C. 2003. Photosynthesis, photosystem II efficiency and the xanthophyll cycle in the salt-adapted halophyte Atriplex centralasiatica. New Phytologist 159: 479-486.

35. Rahnama, A., Poustini, K., Tavakkol-Afshari, R., and Tavakoli, A. 2010. Growth and stomatal responses of bread wheat genotypes in tolerance to salt stress. World Academy of Science Engineering and Technology 71: 14-19.

36. Sage, F. R. 2002. Variation in the kcat of Rubisco in C3 and C4 plants and some implications for photosynthetic performance at high and low temperature. Journal of Experimental Botany 53: 609-620.

37. Salehi, M., Kafi, M., and Kiani, A. 2009. Growth analysis of Kochia (Kochia scoparia (L.) schrad) irrigated with saline water in summer cropping. Pakistan Journal of Botany 41: 1861-1870.

38. Saravanavel, R., Ranganathan, R., and Anantharaman, P. 2011. Effect of sodium chloride on photosynthetic pigments and photosynthetic characteristics of Avicennia officinalis seedlings. Recent Research in Science and Technology 3: 177-180.

39. Seckin, B., Turkan, I., Sekmen, A. H., and Ozfidan, C. 2010. The role of antioxidant defense systems at differential salt tolerance of Hordeummarinum Huds. (sea barleygrass) and Hordeum vulgare L. (cultivated barley). Environmental and Experimental Botany 69: 76-85.

40. Sudhir, P., Pogoryelov, D., Kovacs, L., Garab, G., and Murthy, S. D. S. 2005. The effects of salt stress on photosynthetic electron transport and thylakoid membrane proteins in the cyanobacterium Spirulina platensis. Journal of Biochemistry and Molecular Biology 38: 481-485.

41. Taiz, L., and Zeiger, E. 2010. Plant Physiology. 5th Ed. Sinauer Associates, Sunderland.

42. Terashima, I., Fujita, T., Inoue, T., Chow, W. S., Oguchi, R. 2009. Green light drives leaf photosynthesis more efficiently than red light in strong white light: revisiting the enigmatic question of why leaves are green. Plant and Cell Physiology 50: 684-697.

43. Tester, M., and Davenport, R. J. 2003. Na+ tolerance and Na+ transport in higher plants. Annals of Botany 91: 503-527.

44. Voznesenskaya, E. V., Franceschi, V. R., Kiirats, O., Artyusheva, E. G., Freitag, H., and Edwards, G. E. 2002. Proof of C4 photosynthesis without Kranz anatomy in Bienertia cycloptera (Chenopodiaceae). Plant Journal 31: 649-662.

45. Winicov, I., and Seemann, J. R. 1990. Expression of genes for photosynthesis and the relationship to salt tolerance of alfalfa (Medicago sativa) cells. Plant and Cell Physiology 31: 1155-1161.

46. Yamamoto, Y., Kai, S., Ohnishi, A., Tsumura, N., Ishikawa, T., Hori, H., Morita, N., and Ishikawa, Y. 2014. Quality control of PSII: behavior of PSII in the highly crowded grana thylakoid under excessive light. Plant and Cell Physiology 55: 1206-1215.

47. Zhang, G., and Deng, C. 2012. Gas exchange and chlorophyll fluorescence of salinity-alkalinity stressed Phragmites australis seedlings. Journal of Food, Agriculture & Environment 10: 880-884.