اثر پلاسمای غیرحرارتی بر بهبود ویژگی‌های عملکردی نشاسته سورگوم

مجله پژوهشهای علوم و صنایع غذایی ایران

مقاله 2، دوره 19، شماره 2 - شماره پیاپی 80، خرداد و تیر 1402، صفحه 217-229   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/ifstrj.2021.70973.1062

نویسندگان

فاطمه شکرالهی¹؛ فخری شهیدی^{* 1}؛ محمد جواد وریدی¹؛ آرش کوچکی¹؛ فرشاد صحبت زاده²

¹گروه علوم و صنایع غذایی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران

²گروه فیزیک اتمی و مولکولی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه مازندران، بابلسر، ایران

چکیده

سورگوم گیاهی مقاوم به خشکی است که با توجه به محتوای بالای نشاسته، منبع مناسبی برای استخراج نشاسته می­باشد. اما ویژگی­های ضعیف عملکردی نشاسته سورگوم، استفاده از آن را محدود می­سازد. استفاده از پلاسمای غیرحرارتی به ­عنوان روشی نوظهور، می­تواند سبب بهبود خواص عملکردی نشاسته از جمله شفافیت، حلالیت و پایداری در برابر انجماد-ذوب شود. از این رو، در این پژوهش، اثر متغیرهای تیمار پلاسما شامل نوع گاز (هوا و آرگون) و زمان تیمار (1، 10 و 20 دقیقه) بر شفافیت، حلالیت (در دماهای 55، 65، 75 و 85 درجه سلسیوس)، تورم (در دماهای 55، 65، 75 و 85 درجه سلسیوس)، پایداری در برابر انجماد-ذوب (در 4 دوره متوالی) و سختی بافت ژل نشاسته سورگوم بررسی شد. نتایج نشان داد که پلاسمای هوا (در مقایسه با پلاسمای آرگون) و همچنین زمان­های بیشتر تیمار (در مقایسه با زمان کم)، سبب بهبود شفافیت، حلالیت و پایداری در برابر انجماد-ذوب (در دوره دوم تا چهارم) شدند. مقدار شفافیت، حلالیت (در 85 درجه سلسیوس)، تورم (در 85 درجه سلسیوس) و پایداری در برابر انجماد-ذوب (در دوره چهارم) در نشاسته شاهد به ترتیب 02/14 درصد، 95/16 درصد، 66/20 گرم/گرم و 85/56 درصد بود که در نمونه هوا-20 دقیقه به 10/56 درصد، 02/70 درصد، 67/15 گرم/گرم و 06/49 درصد و در نمونه آرگون-20 دقیقه به 09/17 درصد،47/33 درصد، 24/23 گرم/گرم و 30/58 درصد رسید. کمترین و بیشترین مقدار سختی بافت به تریب مربوط به نمونه­های هوا-20 دقیقه و آرگون 1-دقیقه بودند. احتمالاً واکنش اصلی در پلاسمای هوا، اکسیداسیون و دپلیمریزاسیون بوده، اما در پلاسمای آرگون در زمان 1 دقیقه، اغلب اتصال عرضی رخ داده و پس از آن با افزایش زمان، اثر اکسیداسیون و دپلیمریزاسیون بر اتصال عرضی غالب گردیده است.

کلیدواژه‌ها

پایداری به انجماد-ذوب؛ پلاسمای آرگون؛ حلالیت؛ شفافیت

مراجع

1. AACC International. (2000). Approved Methods of Analysis, 10 Ed. Methods 44-15a, 46-13, 30-25.01 and 08-01. Paul, MN.
2. Adkins, G.K., & Greenwoo, C.T. (1996). The Isolation of Cereal Starches in the Laboratory. Starch/Staerke, 18, 213-218.https://doi.org/10.1002/star.19660180703
3. Ali, T.M., & Hasnain, A. (2014). Morphological, Physicochemical, and Pasting Properties of Modified White Sorghum (Sorghum bicolor) Starch. International Journal of Food Properties, 17, 523-535. https://doi.org/10.1080/10942912.2012.654558
4. Biduski, B., Silva, F.T.D., Silva, W.M.D., Halal, S.L.M.E., Pinto, V.Z., Dias, A.R.G., & Zavareze, E.D.R. (2017). Impact of acid and oxidative modifications, single or dual, of sorghum starch on biodegradable films. Food Chemistry, 214, 53-60. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.07.039
5. Chaiwat, W., Wongsagonsup, R., Tangpanichyanon, N., Jariyaporn, T., Deeyai, P., Suphantharika, M., Fuongfuchat, A., Nisoa, M., & Dangtip, S. (2016). Argon plasma treatment of tapioca starch using a semi-continuous downer reactor. Food and Bioprocess Technology, 9, 1125–1134. https://doi.org/10.1007/s11947-016-1701-6
6. Charoenrein, S., Tatirat, O., & Muadklay, J. (2008). Use of centrifugation–filtration for determination of syneresis in freeze–thaw starch gels. Carbohydrate Polymers, 73(1), 143-147. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2007.11.012
7. Chong, W.T., Uthumporn, U., Karim, A.A., & Cheng, L.H. (2013). The influence of ultrasound on the degree of oxidation of hypochlorite-oxidized corn starch. LWT– Food Science and Technology, 50(2), 439-443. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.lwt.2012.08.024
8. Ehtiati, A. (2018). Effect of hydrocolloids and salt on Pasting and rheological properties of sorghum starch. Faculty of Agriculture, Ferdowsi university of Mashhad, Mashhad.
9. Hazarika, B.J., & Sit, N. (2016). Effect of dual modification with hydroxypropylation and cross-linkingon physicochemical properties of taro starch. Carbohydrate Polymers, 140, 269–278. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2015.12.055
10. Kaur, L., Singh, J., & Singh, N. (2006). Effect of cross-linking on some properties of potato starches. Journal of the Science of Food and Agriculture, 86, 1945–1954.https://doi.org/10.1002/jsfa.2568
11. Khorram, S., Zakerhamidi, M.S., & Karimzadeh, Z. (2015). Polarity functions’ characterization and the mechanism of starch modification by DC glow discharge plasma. Carbohydrate Polymers, 127, 72–78. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2015.03.056
12. Koo, S.H., Lee, K.Y., & Lee, H.G. (2010). Effect of cross-linking on the physicochemical and physiological properties of corn starch. Food Hydrocolloids, 24, 619-625. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2010.02.009
13. Liu, J., Wang, B., Lin, L., Zhang, J., Liu, W., Xie, J., & Ding, Y. (2014). Functional, physicochemical properties and structure of cross-linked oxidized maize starch. Food Hydrocolloids, 36, 45-52. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2013.08.013
14. Matsuguma, L.S., Lacerda, L.G., Schnitzler, E., Filho, M.A.D.S.C., Franco, C.M.L., & Demiate, I.M. (2009). characterization of native and oxidized starches of two varieties of Peruvian carrot (Arracacia xanthorrhiza, B.) from two production areas of Paraná state, Brazil. Brazilian Archives of Biology and Technology, 52(3), 701-713. https://doi.org/10.1590/S1516-89132009000300022
15. McGrance, S.J., Cornell, H.J., & Rix, C.J. (1998). A simple and rapid colorimetric method for the determination of amylose in starch products. Starch/Staerke, 50(4), 158-163. https://doi.org/https://doi.org/10.1002/(SICI)1521-379X(199804)50:4<158::AID-STAR158>3.0.CO;2-7
16. Mohammadamini, A. (2015). Morphological, physico-chemical, and functional properties of starch nanocrystals. Faculty of Agriculture, Ferdowsi university of Mashhad, Mashhad.
17. Olayinka, O.O., Adebowale, K.O., & Olu-Owolabi, I.B. (2013). Physicochemical properties, morphological and X-ray pattern of chemically modified white sorghum starch. (Bicolor Moench). Journal of Food Science and Technology, 50(1), 70-77. https://doi.org/10.1007/s13197-011-0233-3
18. Pal, P., Kaur, P., Singh, N., Kaur, A., Misra, N.N., Tiwari, B.K., Cullen, P.J., & Virdi, A.S. (2016). Effect of nonthermal plasma on physico-chemical, amino acid composition, pasting and protein characteristics of short and long grain rice flour. Food Research International, 81, 50-57. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.foodres.2015.12.019
19. Sarangapani, C.R., Rohit, T., Devi, Y., Trimukhe, A., Deshmukh, R.R., & Annapure, U.S. (2016). Effect of low pressure plasma on physiochemical properties of parboiled rice. LWT- Food Science and Technology, 69, 482-489. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.lwt.2016.02.003
20. Singh, H., Sodhi, N.S., & Singh, N. (2009). Structural and functional properties of acid thinned sorghum starches. International Journal of Food Properties, 12, 713-725. https://doi.org/10.1080/10942910801995614
21. Singh, H., Sodhi, N. S., & Singh, N. (2012). Structure and functional properties of acetylated sorghum starch. International Journal of Food Properties, 15, 312-325. https://doi.org/10.1080/10942912.2010.483633
22. Subramanian, V., Hoseney, R.C., & Bramel-Cox, P. (1994). Shear thinning properties of sorghum and corn starches. Cereal Chemistry, 71(3), 272-275.
23. Sukhija, S., Singh, S., & Riar, C.S. (2017). Molecular characteristics of oxidized and crosslinked lotus (Nelumbo nucifera) rhizome starch. International Journal of Food Properties, 1065-1081. https://doi.org/10.1080/10942912.2017.1328437
24. Thirumdas, R., Kadam, D., & Annapure, U.S. (2017a). Cold plasma: an Alternative Technology for the Starch Modification. Food Biophysics, 12, 129-139. 1007/s11483-017-9468-5
25. Thirumdas, R., Trimukhe, A., Deshmukh, R.R., & Annapure, U.S. (2017b). Functional and rheological properties of cold plasma treated rice starch. Carbohydrate Polymers, 157, 1723–1731. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2016.11.050
26. Vernon-Carter, E.J., Bello-Pérez, L.A., Lobato-Calleros, C., Hernández-Jaimes, C., Meraz, M., & Alvarez-Ramirez, J. (2015). Morphological, rheological and in vitro digestibility characteristics of gelatinized starch dispersion under repeated freeze-thaw Starch/Stärke, 68, 84-91. https://doi.org/10.1002/star.201500178
27. Wang, Y.J., & Wang, L. (2003). Physicochemical properties of common and waxy corn starches oxidized by different levels of sodium hypochlorite. Carbohydrate Polymers, 52, 207–217. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/S0144-8617(02)003041
28. Waterschoot, J., Gomand, S.V., Fierens, E., & Delcour, J.A. (2015). Production, structure, physicochemical and functional properties of maize, cassava, wheat, potato and rice starches. Starch/Staerke, 67, 14-29. https://doi.org/10.1002/star.201300238
29. Wongsagonsup, R., Deeyai, P., Chaiwat, W., Horrungsiwat, S., Leejariensuk, K., Suphantharika, M., & Dangtip, S. (2014 a). Modification of tapioca starch by nonchemical route using jet atmospheric argon plasma. Carbohydrate Polymers, 102, 790–798. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2013.10.089
30. Wongsagonsup, R., Pujchakarn, N., Jitrakbumrung, S., Chaiwat, W., Fuongfuchat, A., Varavinit, S., Dangtip, S., & Suphantharika, M. (2014 b). Effect of cross-linking on physicochemical properties of tapioca starch and its application in soup product. Carbohydrate Polymers, 101, 656-665. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2013.09.100
31. Wu, T.Y., Chang, C.R., Chang, T.J., Chang, Y.J., Liew, Y., & Chau, C.F. (2019). Changes in physicochemical properties of corn starch upon modifications by atmospheric pressure plasma jet. Food Chemistry, 283, 46-51. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2019.01.043.
32. Zou, J.J., Liu, C.J., & Eliasson, B. (2004). Modification of starch by glow discharge plasma. Carbohydrate Polymers, 55(1), 23–26. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2003.06.001
33. Zhao, J., Chen, Z., Jin, Z., Buwalda, P., Gruppen, H., & Schols, H.A. (2015). Effects of granule size of cross-linked and hydroxypropylated sweet potato starches on their physicochemical properties. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 63, 4646-4654. https://doi.org/10.1021/jf506349w