مهندسی متابولیت ثانویه در کشت سوسپانسیون سلولی گیاه دارویی هندوانه ابوجهل (Citrullus colocynthis (L). Schrad.) با حضور محرک زیستی و غیر زیستی

علوم باغبانی

مقاله 16، دوره 37، شماره 1 - شماره پیاپی 57، فروردین 1402، صفحه 219-229   

نوع مقاله: مقالات پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jhs.2022.75356.1142

نویسندگان

معصومه سهرابی¹؛ داود صمصام پور^{* 2}؛ عبدالنبی باقری³

¹گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه هرمزگان،بندرعباس، ایران

²گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران

³گروه تحقیقات گیاه پزشکی، مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی هرمزگان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، بندرعباس، ایران

چکیده

گیاهان دارویی در طول تاریخ جزء منابع اصلی پزشکی و داروسازی در اکثر نقاط جهان بوده­اند. از جمله این گیاهان می­توان به هندوانه ابوجهل با نام علمیCitrullus  colocynthis (L). Schrad.  اشاره کرد. کشت سوسپانسیون سلولی یکی از موثرترین و پرکاربردترین روش­ها برای بررسی میزان تغییرات متابولیت­های ثانویه است. همچنین با توجه به نقش الیسیتورهای قارچی در افزایش میزان متابولیت­های ثانویه، از قارچ‌های اندوفیت Alternaria solani، Fusarium sp. و Setosphaeria rostrata استخراج شده از گیاه هندوانه ابوجهل (جمع آوری شده از استان هرمزگان) به عنوان الیسیتور زیستی در محیط کشت سوسپانسیون سلولی استفاده شد. این مطالعه بر اساس آزمایش فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با دو عامل (عامل اول شامل دو سطح ترکیب هورمونی مختلف و عامل دوم نیز هشت سطح از عصاره قارچ­های اندوفیت) با سه تکرار در آزمایشگاه بیوتکنولوژی دانشگاه هرمزگان انجام شد. نتایج مقایسه میانگین اثر متقابل تیمار تنظیم کننده رشد × عصاره قارچی نشان داد که در شرایط ترکیب تیماری هورمون 1mg 2,4-D + 1mg BA و تلقیح توام گیاه با سه قارچ، میزان فنول و فلاونوئید به ترتیب 11/62 و 18/49 درصد نسبت به شاهد افزایش یافت و در سطح احتمال یک درصد و پنج درصد معنی دار بود، اما فعالیت آنتی­اکسیدانی به میزان 78/62 درصد در ترکیب تیمار هورمونی 1mg 2,4-D + 1mg Kin و تلقیح توام سه قارچ نسبت به شاهد افزایش نشان داد و در سطح احتمال یک درصد معنی دار بود. بطورکلی نتایج نشان داد که برهمکنش قارچ و هورمون می‌تواند نقش موثری در افزایش میزان متابولیت­های ثانویه گیاه دارویی هندوانه ابوجهل داشته باشد. این کار از طریق فعال کردن مسیرهای هورمونی انجام می­شود که در تولید متابولیت­های ثانویه نقش دارند.

کلیدواژه‌ها

الیسیتور؛ اندوفیت؛ سوسپانسیون سلولی؛ متابولیت‌ ثانویه؛ هندوانه ابوجهل

مراجع

1. Amiri, H. (2020). Identification of ingredients and evaluation of antioxidant effects of essential oil and methanolic extract of Salvia multicaulis Quarterly Journal of Medicinal Plants, Eleventh year, volume 1, special issue number 8.
2. Alikhani, O., Abbaspour, H., & Motevalizadekakhki, A. (2020). Effects of methyl jasmonate on cadmium accumulation, antioxidant capacity and some physiological traits of wheat seedlings (Triticum aestivum). Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology)32(4): 886-897. https://doi.org/10.32404/rean.v6i3.3322.
3. Bacon, C.W., Porter, J.K., Robbins, J.D., & Luttrell, E.S. (1977). Epichloe typhina from toxic tall fescue grasses. Applied and Environmental Microbiology34(5): 576-581. https://doi.org/10.1128%2Faem.34.5.576-581.1977.
4. Bahorun, T., Aumjaud, E., Ramphul, H., Rycha, M., Luximon‐Ramma, A., Trotin, F., & Aruoma, O.I. (2003). Phenolic constituents and antioxidant capacities of Crataegus monogyna (Hawthorn) callus extracts. Food/Nahrung47(3): 191-198. https://doi.org/10.3390%2Fnu7095361.
5. Bensaddek, L., Villarreal, M.L., & Fliniaux, M.A. (2008). Induction and growth of hairy roots for the production of medicinal compounds. Electronic Journal of Integrative Biosciences3(1): Special Issue on Hairy Roots (A. Lorence and F. Medina-Bolivar, co-editors)), 2-9.
6. Bonfante, P. (2009). Symbiotic fungi: principles and practice. vol. 18.
7. Chang, C.C., Yang, M.H., Wen, H.M., & Chern, J.C. (2002). Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. Journal of Food and Drug Analysis10(3). https://doi.org/10.38212/2224-6614.2748.
8. Esmaeilzadeh Bahabadi, P. (2011). The effect of fungal eliminators on podophyllotoxin and gene expression and activity of technical enzymes alanine ammonia lyase and cinnamyl alcohol dehydrogenase in Linum album, Ph.D. thesis, Tarbiat Modares University, Faculty of Biological Sciences, Tehran, Iran.
9. Esmaeilzadeh Bahabadi, P. & Sharifi, M. (2014). Physiological responses of isolated white flax culture cells (Linum album Kotschy ex Boiss) to fungal eliminators. Plant Biology of Iran 17(5).
10. Bahabadi, S. E., Sharifi, M., Safaie, N., Murata, J., Yamagaki, T., & Satake, H. (2011). Increased lignan biosynthesis in the suspension cultures of Linum album by fungal extracts. Plant Biotechnology Reports5: 367-373. https://doi.org/10.1007/s11816-011-0190-3.
11. Facchini, P.J., Penzes, C., Johnson, A.G., & Bull, D. (1996). Molecular characterization of berberine bridge enzyme genes from opium poppy. Plant Physiology112(4): 1669-1677. https://doi.org/10.1104%2Fpp.112.4.1669.
12. Kim, C.Y., Lee, S.H., Park, H.C., Bae, C.G., Cheong, Y.H., Choi, Y.J., & Cho, M.J. (2000). Identification of rice blast fungal elicitor-responsive genes by differential display analysis. Molecular Plant-microbe Interactions13(4): 470-474. https://doi.org/10.1094/MPMI.2000.13.4.470.
13. Kumar, P., Chaturvedi, R., Sundar, D., & Bisaria, V.S. (2016). Piriformospora indica enhances the production of pentacyclic triterpenoids in Lantana camara suspension cultures. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC)125: 23-29. https://doi.org/10.1007/s11240-015-0924-y.
14. Lam, K.S. (2007). New aspects of natural products in drug discovery. Trends in Microbiology15(6): 279-289. http://doi.org/10.1016/j.tim.2007.04.001.
15. Li, E., Jiang, L., Guo, L., Zhang, H., & Che, Y. (2008). Pestalachlorides A–C, antifungal metabolites from the plant endophytic fungus Pestalotiopsis adusta. Bioorganic & Medicinal Chemistry16(17): 7894-7899. http://doi.org/10.1016/j.bmc.2008.07.075.
16. Mohammadi Farsani, M., & Qasemi Pir Balouti, A. (2014). Application of elicitors in increasing the production of secondary metabolites in cell and plant culture suspension. Journal of Herbal Medicines 5(3): 120-113.
17. Moreno, P.R., Poulsen, H., van der Heijden, C., & Verpoorte, R. (1996). Enzyme Microbogy Technology18: 99.
18. Şahin, F., Güllüce, M., Daferera, D., Sökmen, A., Sökmen, M., Polissiou, M., & Özer, H. (2004). Biological activities of the essential oils and methanol extract of Origanum vulgare vulgare in the Eastern Anatolia region of Turkey. Food Control15(7): 549-557. http://doi.org/10.1016/j.foodcont.2003.08.009.
19. Salaripour, S., Karimzadeh, Q., Moeini, A., & Torkash Esfahani, S. (2015). Production of cell suspension from Eastern tobacco cultivars (Nicotiana tabacum) for cell line production. Biotechnology in Agriculture 4(2).
20. Seifi, M., Nazeri, S., Soltani, J., & Chehregani Rad, A. (2014). Comparison of DBAT gene sequences. At the nucleotide and amino acid levels. In yew species and endophytic fungi. Journal of Cell and Tissue (Scientific Research) 2(4): 203-197.
21. Singleton, V.L., & Rossi, J.A. (1965). Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. American Journal of Enology and Viticulture16(3): 144-158.
22. Slinkard, K., & Singleton, V.L. (1977). Total phenol analysis: automation and comparison with manual methods. American Journal of Enology and Viticulture 28(1): 49-55.
23. Vasconsuelo, A., & Boland, R. (2007). Molecular aspects of the early stages of elicitation of secondary metabolites in plants. Plant Science172(5): 861-875. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2007.01.006.
24. Zhai, X., Jia, M., Chen, L., Zheng, C.J., Rahman, K., Han, T., & Qin, L.P. (2017). The regulatory mechanism of fungal elicitor-induced secondary metabolite biosynthesis in medical plants. Critical Reviews in Microbiology43(2): 238-261. http://dx.doi.org/10.1080/1040841X.2016.1201041.
25. Zhao, J., Davis, L.C., & Verpoorte, R. (2005). Elicitor signal transduction leading to production of plant secondary metabolites. Biotechnology Advances23(4): 283-333. https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2005.01.003.