اخبار و اعلانات

 آمار

تعداد نشریات51
تعداد شماره‌ها2,078
تعداد مقالات21,481
تعداد مشاهده مقاله62,564,570
تعداد دریافت فایل اصل مقاله23,852,898
مرادی, مهدی, عابدی, بهرام, آرویی, حسین, علی نیائی فرد, ساسان, قاسمی بزدی, کمال. (1402). تأثیر طیف‌های مختلف نور بر عملکرد فتوسنتزی، شاخص‌های رشد و میزان اسانس گیاه مریم گلی (Salvia officinalis L.). سامانه مدیریت نشریات علمی, 37(3), 821-841. doi: 10.22067/jhs.2023.78806.1211
مهدی مرادی; بهرام عابدی; حسین آرویی; ساسان علی نیائی فرد; کمال قاسمی بزدی. "تأثیر طیف‌های مختلف نور بر عملکرد فتوسنتزی، شاخص‌های رشد و میزان اسانس گیاه مریم گلی (Salvia officinalis L.)". سامانه مدیریت نشریات علمی, 37, 3, 1402, 821-841. doi: 10.22067/jhs.2023.78806.1211
مرادی, مهدی, عابدی, بهرام, آرویی, حسین, علی نیائی فرد, ساسان, قاسمی بزدی, کمال. (1402). 'تأثیر طیف‌های مختلف نور بر عملکرد فتوسنتزی، شاخص‌های رشد و میزان اسانس گیاه مریم گلی (Salvia officinalis L.)', سامانه مدیریت نشریات علمی, 37(3), pp. 821-841. doi: 10.22067/jhs.2023.78806.1211
مرادی, مهدی, عابدی, بهرام, آرویی, حسین, علی نیائی فرد, ساسان, قاسمی بزدی, کمال. تأثیر طیف‌های مختلف نور بر عملکرد فتوسنتزی، شاخص‌های رشد و میزان اسانس گیاه مریم گلی (Salvia officinalis L.). سامانه مدیریت نشریات علمی, 1402; 37(3): 821-841. doi: 10.22067/jhs.2023.78806.1211

تأثیر طیف‌های مختلف نور بر عملکرد فتوسنتزی، شاخص‌های رشد و میزان اسانس گیاه مریم گلی (Salvia officinalis L.)

علوم باغبانی
مقاله 17، دوره 37، شماره 3 - شماره پیاپی 59، آبان 1402، صفحه 821-841    اصل مقاله (1.25 M)
نوع مقاله: مقالات پژوهشی
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/jhs.2023.78806.1211
نویسندگان
مهدی مرادی1؛ بهرام عابدی* 1؛ حسین آرویی* 1؛ ساسان علی نیائی فرد2؛ کمال قاسمی بزدی3
1گروه علوم باغبانی و مهندسی فضای سبز، دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران
2آزمایشگاه فتوسنتز، گروه علوم باغبانی، دانشکده فناوری کشاورزی ابوریحان، دانشگاه تهران، تهران، ایران
3سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی خراسان رضوی، بخش تحقیقات علوم زراعی و باغی، مشهد، مشهد، ایران
چکیده
نور منبع انرژی برای فتوسنتز و عاملی تحریک‌کننده برای رشد و نمو گیاه می‌باشد. جنبه‌های مختلف نور شامل شدت، کیفیت و دوره تابش نور، رشد و نمو گیاهان و واکنش مربوط به روابط گازی آنها را تحت تأثیر قرار می‌دهد. در مطالعه حاضر به منظور بررسی عملکرد فتوسنتزی، شاخص‌های رشدی و میزان اسانس گیاه مریم گلی در واکنش به طیف‌های مختلف نوری از شش تیمار نوری شامل نور سفید، قرمز، آبی و سه نور ترکیبی (قرمز30:آبی70، قرمز50:آبی50 و قرمز70:آبی30) ساطع شده از لامپ‌های LED با شدت نوری 10±250 میکرومول فوتون بر متر مربع در ثانیه در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار استفاده شد. نتایج به‌دست آمده حاکی از تاثیر معنی‌دار طیف‌های مختلف نوری بر صفات مورد بررسی در سطح پنج و یک درصد بود. درصد بیشتر نور قرمز به ویژه نور ترکیبی قرمز70:آبی30 باعث بهبود شاخص‌های رشدی گیاه گردید. ارزیابی‌های فتوسنتزی نشان داد بیشترین شدت فلورسانس در تمامی مراحل تست OJIP متعلق به نور قرمز و کمترین مقدار فلورسانس در نورهای ترکیبی قرمز50:آبی50 و قرمز70:آبی30 بود. کارایی سیستم تجزیه آب فتوسیستم II (Fv/F0) و حداکثر کارائی فتوسیستم II (Fv/Fm) در تیمار نور قرمز حداقل بودند. نور قرمز باعث کاهش شاخص کارایی سیستم به ازای نور جذب شده (PIABS) و افزایش عملکرد کوانتومی اتلاف انرژی (ФD0)، میزان جذب نور به ازای هر مرکز واکنش (ABS/RC) و میزان گرفتن الکترون (TR0/RC) شد. بیشترین و کمترین گشودگی دهانه‌ی روزنه به‌ترتیب در نور آبی و قرمز به دست آمد. نتایج نشان داد با افزایش نسبت نور قرمز، ابعاد و منفذ روزنه کوچکتر و موجب کاهش نرخ تعرق و اتلاف آب برگ و بهبود قابلیت حفظ آب برگ شد و بالعکس گیاهانی که تحت نور آبی پرورش یافته‌اند، دارای روزنه‌های بزرگتر با شکاف روزنه‌ای عریض‌تر بودند. طول و عرض روزنه در محیط نوری آبی نسبت به نور قرمز به‌ترتیب 52/20 و 47/10 درصد افزایش نشان داد. به نظر می‌رسد به وجود آمدن این خصوصیات روزنه‌ای در شرایط با نسبت زیاد نور آبی باعث افزایش هدایت روزنه‌ای و افزایش نرخ تعرق و کاهش محتوی نسبی آب برگ در گیاهان پرورش‌یافته در نور آبی گردیده است. بیشترین مقدار اسانس (75/1 درصد حجمی وزنی) در محیط نوری قرمز70:آبی30 مشاهده شد و نسبت به نور سفید افزایش 33/32 درصدی را نشان داد. نتایج این پژوهش نشان داد، برای تولید تجاری گیاه مریم گلی در محیط‌های کنترل شده با سیستم‌های نوردهی مصنوعی برای بهینه‌شدن تبادلات گازی گیاه (فتوسنتز و تعرق)، بهبود خصوصیات رشدی و فیتوشیمیایی، نور ترکیبی قرمز70:آبی30 مناسب می‌باشد.
کلیدواژه‌ها
اسانس؛ رشد؛ فتوسنتز؛ کیفیت نور؛مریم گلی؛ OJIP
مراجع
  1. Abidi, F., Girault, T., Douillet, O., Guillemain, G., Sintes, G., Laffaire, M. Ben Ahmed, H. Smiti, S., HucheThelier, L., & Leduc, N. (2013). Blue light effects on rose photosynthesis and photomorphogenesis. Journal of Plant Biology, 15, 67-74. https://doi: 10.1111/j.1438-8677.2012.00603.x
  2. Aliniaeifard, S., & van Meeteren, U. (2014). Natural variation in stomatal response to closing stimuli among Arabidopsis thaliana accessions after exposure to low VPD as a tool to recognise the mechanism of disturbed stomatal functioning. Journal of Experimental Botany, 65, 6529-6542. https://doi.org/10.1093/jxb/eru370
  3. Aliniaeifard, S., & van Meeteren, U. (2016). Stomatal characteristics and desiccation response of leaves of cut chrysanthemum (Chrysanthemum morifolium) flowers grown at high air humidity. Scientia Horticulturae, 205, 84-89. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2016.04.025
  4. Aliniaeifard, S., & Seifi kalhor, M. (2017). Effects of blue light on photosynthesis of Tradescantia virginiana plants grown in different VPDs. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 30(2), 420-428.
  5. Aliniaeifard, S., Seif, M., Arab, M., Zare Mehrjerdi, M., Li, T., & Lastochkina, O. (2018). Growth and photosynthetic performance of Calendula officinalis under monochromatic red light. International Journal of Horticultural Science and Technology, 5, 123-132. https://doi.org/10.22059/ijhst.2018.261042.248
  6. Arve, L.E., Kruse, O.M.O., Tanino, K.K., Olsen, J.E., Futsæther, C., & Torre, S. (2015). Growth in continuous high air humidity increases the expression of CYP707A-genes and inhibits stomatal closure. Environmental and Experimental Botany, 115, 11-19.
  7. Bantis, F., Ouzounis, T., & Radoglou, K. (2016). Artificial LED lighting enhances growth characteristics and total phenolic content of Ocimum basilicum, but variably affects transplant success. Scientia Horticulturae, 198, 277-283. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2015.11.014
  8. Bayat, L., Arab, M., Aliniaeifard, S., Seif, M., Lastochkina, O., & Li, T. (2018). Effects of growth under different light spectra on the subsequent high light tolerance in rose plants. AoB Plants, 10(5), 1-17. https://doi.org/10.1093/aobpla/ply052
  9. British (1980). H. M. S. Office. 2, London, 109-110 pp.
  10. Bugbee, B. (2016). In toward an optimal spectral quality for plant growth and development: The importance of radiation capture. Acta Horticulturae, 1134(1), 1-12.
  11. Carvalho, S.D., & Folta, K.M. (2014). Environmentally modified organisms expanding genetic potential with light. Critical Reviews in Plant Sciences, 33, 486-508. http://dx.doi.org/10.1080/07352689.2014.929929
  12. Chen, M., Chory, J., & Fankhauser, C. (2004). Light signal transduction in higher plants. Annual Review of Genetics, 38, 87-117. https://doi.org/10.1146/annurev.genet.38.072902.092259
  13. Davis, P.A., & Burns, C. (2016). Photobiology in protected horticulture. Journal of Food and Energy Security, 5, 223–238. https://doi.org/10.1002/fes3.97
  14. Dou, H., Niu, G., Gu, M., & Masabni, J. (2017). Effects of light quality on growth and phytonutrient accumulation of herbs under controlled environments. Horticulturae, 3(2), 36. http://dx.doi.org/10.3390/horticulturae3020036
  15. Cosgrove, D.J. (1981). Rapid suppression of growth by blue light: occurrence, time course, and general characteristics. Plant Physiology, 67, 584-590. https://doi.org/10.1104/pp.67.3.584
  16. Doheny-Adams, T., Hunt, L., Franks, P.J., Beerling, D.J., & Gray, J.E. (2012). Genetic manipulation of stomatal density influences stomatal size, plant growth and tolerance to restricted water supply across a growth carbon dioxide gradient. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 367, 547-555. https://doi.org/10.1098%2Frstb.2011.0272
  17. Falqueto, A.R., da Silva Júnior, R.A., Gomes, M.T.G., Martins, J.P.R., Silva, D.M., & Partelli, F.L. (2017). Effects of drought stress on chlorophyll a fluorescence in two rubber tree clones. Scientia Horticulturae, 224, 238-243. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2017.06.019
  18. Goncalves, JFC., Santos, UM., Nina, A., & Chevreuil, LR. (2007). Energetic flux and performance index in copaiba (Copaifera multijuga Hayna) and mahogany (Swietenia macrophylla King) seedling grown under two irradiance environments. Brazilian Journal of Plant Physiology, 19, 171-184.
  19. Hernandez, R., & Kubota, C. (2015). Physiological responses of cucumber seedlings under different blue and red photon flux ratios using LEDs. Environmental and Experimental Botany, 121(1), 66-74. 
  20. Hogewoning, SW., Trouwborst, G., Maljaars, H., Poorter, H., van Ieperen, W., & Harbinson, J. (2010). Blue light dose responses of leaf photosynthesis, morphology, and chemical composition of Cucumis sativus grown under different combinations of red and blue light. Journal of Experimental Botany, 61, 3107-3117. https://doi.org/10.1093/jxb/erq132.
  21. Hosseini, A., Mehrjerdi, M.Z., Aliniaeifard, S., & Seif, M. (2019). Photosynthetic and growth responses of green and purple basil plants under different spectral compositions. Physiology and Molecular Biology of Plants, 25, 741-752. https://doi.org/10.1007/s12298-019-00647-7
  22. Jordan, , Fromme, P., Witt, HT., Klukas, O., Saenger, W., & Krau, N. (2001). Three-dimensional structure of cyanobacterial photosystem I at 2.5 Å resolution. Nature, 411, 909-917. https://doi.org/10.1038/35082000
  23. Kalaji, H.M., Carpentier, R., Allakhverdiev, S.I., & Bosa, K. (2012). Fluorescence parameters as early indicators of light stress in barley. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 112, 1-6. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2012.03.009
  24. Kalaji, H. M., Jajoo, A., Oukarroum, A., Brestic, M., Zivcak, M., Samborska, I.A., Cetner, M.D., Łukasik, I., Goltsev, V., & Ladle, R.J. (2016). Chlorophyll a fluorescence as a tool to monitor physiological status of plants under abiotic stress conditions. Acta Physiologiae Plantarum, 38, 102-111. http://dx.doi.org/10.1007/s11738-016-2113-y
  25. Kasajima, S.y., Inoue, N., Mahmud, R., & Kato, M. (2008). Developmental responses of wheat cv. Norin 61 to fluence rate of green light. Plant Production Science, 11, 76-81. https://doi.org/10.1626/pps.11.76
  26. Kim, S.J., Hahn, E.J., Heo, J.W., & Paek, K.Y. (2004). Effects of LEDs on net photosynthetic rate, growth and leaf stomata of chrysanthemum plantlets in vitro. Scientia Horticulturae, 101, 143-151. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2003.10.003
  27. Kim, H.J., Lin, M.Y., & Mitchell, C.A. (2019). Light spectral and thermal properties govern biomass allocation in tomato through morphological and physiological changes. Journal of Environmental and Experimental Botany, 157, 228–240.
  28. Kinoshita, T., Doi, M., Suetsugu, N, Kagawa, T., Wada, M., & Shimazaki, K. (2001). Phot1 and phot2 mediate blue light regulation of stomatal opening. Nature, 414, 656-660. https://doi.org/10.1038/414656a
  29. Kinoshita, T., & Hayashi, Y. (2011). New insights into the regulation of stomatal opening by blue light and plasma membrane H (+) ATPase. International Review of Cell and Molecular Biology, 289, 89-115. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-386039-2.00003-1
  30. Kozai, T., & Kubota, C. (2005). Photoautotrophic (Sugar-free Medium) Micropropagation as a New Micropropagation and Transplant Production System. Springer, Dordrecht.
  31. Li, G., Wan, S., Zhou, J., Yang, Z., & Qin, P. (2010). Leaf chlorophyll fluorescence, hyperspectral reflectance, pigments content, malondialdehyde and proline accumulation responses of castor bean (Ricinus communis) seedlings to salt stress levels. Industrial Crops and Products, 31(1), 13-19. http://dx.doi.org/10.1016/j.indcrop.2009.07.015
  32. Li, Y., Xin, G., Wei, M., Shi, Q., Yang, F., & Wang, X. (2017). Carbohydrate accumulation and sucrose metabolism responses in tomato seedling leaves when subjected to different light qualities. Scientia Horticulturae, 225, 490-497. http://dx.doi.org/10.1016/j.scienta.2017.07.053
  33. Liang, Y., Chen, H., Tang, M.J., Yang, P.F., & Shen, S.H. (2007). Responses of Jatropha curcas seedlings to cold stress: photosynthesis related proteins and chlorophyll fluorescence characteristics. Physiologia Plantarum, 131(3), 508-517. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.2007.00974.x
  34. Lu, C., & Vonshak, A. (1999). Photoinhibition in outdoor Spirulina platensis cultures assessed by polyphasic chlorophyll fluorescence transients. Journal of Applied Phycology, 11, 355-359.
  35. Lu, N., Maruo, T., Johkan, M., Hohjo, M., Tsukagoshi, S., Ito, Y., & Shinohara, Y. (2012). Effects of supplemental lighting with light-emitting diodes (LEDs) on tomato yield and quality of single-truss tomato plants grown at high planting density. Environmental Control in Biology, 50(1), 63-74. 
  36. Lu, N., Maruo, T., Johkan, M., Hohjo, M., Tsukagoshi, S., Ito, Y., & Shinohara, Y. (2012). Effects of supplemental lighting with light-emitting diodes (LEDs) on tomato yield and quality of single-truss tomato plants grown at high planting density. Environmental Control in Biology, 50(1), 63-74. https://doi.org/10.2525/ecb.50.63
  37. Matsuda, R., Ohashi-Kaneko, K., Fujiwara, K., & Kurata, K. (2008). Effects of blue light deficiency on acclimation of light energy partitioning in PSII and CO2 assimilation capacity to high irradiance in Spinach leaves. Plant and Cell Physiology, 49, 664-670.
  38. Maxwell, K., & Johnson, GN. 2000. Chlorophyll fluorescence a practical guide. Journal of Experimental Botany, 51, 659-668. https://doi.org/10.1093/jxb/51.345.659
  39. Mehta, P., Jajoo, A., Mathur, S., & Bharti, S. (2010). Chlorophyll a flouresence study revealing effects of high salt stress on photosystem II in wheat leaves. Plant Physiology and Biochemistry, 48, 16-20. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2009.10.006
  40. Miao, L., Zhang, Y., Yang, X., Xiao, J., Zhang, H., Zhang, Z., Wang, Y., & Jiang, G., (2016). Colored light-quality selective plastic films affect anthocyanin content, enzyme activities, and the expression of flavonoid genes in strawberry (Fragaria× ananassa) fruit. Food Chemistry, 207, 93-100. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.02.077
  41. Mitchell, C., Both, AJ., Bourget, M., Burr, J., Kubota, C., Lopez, R., Morrow, R. & Runkle, E. (2012). LEDs: The future of greenhouse lighting! Horticultural, 52, 1-9.
  42. Mott, K.A. (2009). Opinion: Stomatal responses to light and CO2 depend on the mesophyll. Plant Cell Environment, 32, 1479-1486. https://doi.org/10.1111/j.1365-3040.2009.02022.x
  43. Nishimura, T., Zobayed, S.M.A., Kozai, T., & Goto, E. (2006). Effect of light quality of blue and red florescent lamps on growth of Hypericum perforatum (St. John’s wort). Shokubutsu Kankyo Kogaku, 18(3), 225-229. https://doi.org/10.2525/shita.18.225
  44. Olsen, RL., Pratt, RB., Gump, P., Kemper, A., & Tallman, G. (2002). Red light activates a chloroplast‐dependent ion uptake mechanism for stomatal opening under reduced CO2 concentrations in Vicia spp. New Phytologist, 153, 497-508. https://doi.org/10.1046/j.0028-646x.2001.00337.x
  45. Nozue, H., & Masao, G. (2018). Usefulness of Broad-Spectrum White LEDs to Envision Future Plant Factory. In: Kozai, T. (Ed), Smart Plant Factory, The Next Generation Indoor Vertical Farms. (pp.197-210.). Springer Nature Singapore.
  46. Ouzounis, T. Rosenqvist, E., & Ottosen, C. (2015). Spectral Effects of Artificial Light on Plant Physiology and Secondary Metabolism: A Review. HortScience, 50(8), 1128–1135. http://dx.doi.org/10.21273/HORTSCI.50.8.1128
  47. Ozfidan, C., Turkan, I., Sekmen, A.H., & Seckin, B. (2013). Time course analysis of ABA and non-ionic osmotic stress-induced changes in water status, chlorophyll fluorescence and osmotic adjustment in Arabidopsis thaliana wild-type (Columbia) and ABA deficient mutant (aba2). Environmental and Experimental Botany, 86, 44-51. https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2010.09.008
  48. Park, S. Y., Lee, J. G., Cho, H. S., Seong, E. S., Kim, H. Y., Yu, C. Y., & Kim, J. K. (2013). Metabolite profiling approach for assessing the effects of colored light-emitting diode lighting on the adventitious roots of ginseng (Panax ginseng A. Mayer). Plant Omics Journal, 6, 224-230.
  49. Parvanova, D., Popova, A., Zaharieva, I., Lambrev, P., Konstantinova, T., Taneva, S., Atanassov, A., Goltsev, V., & Djilianov, D. (2004). Low temperature tolerance of tobacco plants transformed to accumulate proline, fructans, or glycine betaine. Variable chlorophyll fluorescence evidence. Photosynthetica, 42, 179-185. https://doi: 10.1023/B:PHOT.0000040588.31318.0f
  50. Palvlov, P., & Ilieva, S. (1972). Some biochemical changes in early developmental stages of salvia sclarea affected by different illumination. Rasteniev Nauki, 10, 13-20.
  51. Ripley, B.S., Redfern, S.P., & Dames, J. (2004). Quantification of the photosynthetic performance of phosphorus-deficient Sorghum by means of chlorophyll-a fluorescence kinetics. South African Journal of Science, 100, 615-618.
  52. Ryu, J.H., Seo, K.S., Choi, G.L., Rha, E.S., Lee, S.C., Choi, S.K., Kong, S.Y., & Bae, C.H. (2012). Effects of LED light illumination on germination, growth and anthocyanin content of dandelion (Taraxacum officinale). The Korean Journal of Plant Resources, 25(6), 731-738. http://doi.org/10.7732/kjpr.2012.25.6.731
  53. Sabzalian, M.R., Heydarizadeh, P., Zahedi, M., Boroomand, A., Agharokh, M., Sahba, M.R., & Schoefs, B. (2014). High performance of vegetables, flowers, and medicinal plants in a red-blue LED incubator for indoor plant production. Agronomy for Sustainable Development, 34, 879-886.
  54. Saleh, M. (1972). Effect of light uponquantity and quality of Matricaria chamomilla oil. Planta Medica, 24(4), 337-340.
  55. Savvides, A., Fanourakis, D., & van Ieperen, W. (2012). Co-ordination of hydraulic and stomatal conductances across light qualities in cucumber leaves. Journal of Experimental Botany, 63, 1135-1143.
  56. Schuerger, A.C., Brown, C.S., & Stryjewski, E.C. (1997). Anatomical features of pepper plants (Capsicum annuum ) grown under red light-emitting diodes supplemented with blue or far-red light. Annals of Botany, 79, 273-282. https://doi.org/10.1006/anbo.1996.0341
  57. Shu, S., Yuan, L.Y., Guo, S.R., Sun, J., & Yuan, Y.H. (2013). Effects of exogenous spermine on chlorophyll fluorescence, antioxidant system and ultrastructure of chloroplasts in Cucumis sativus under salt stress. Plant Physiology and Biochemistry, 63, 209-216. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2012.11.028
  58. Slavik, B. (1974). Methods of Studying Plant Water Relations. Chapman and Hall, London.
  59. Srivastava, A., & Strasser, R.J. (1999). Greening of peas: parallel measurements of 77 K emission spectra, OJIP chlorophyll a fluorescence transient, period four oscillation of the initial fluorescence level, delayed light emission, and P700. Photosynthetica, 37, 365-392.
  60. Strasser, B.J. (1995). Measuring fast fluorescence transients to address environmental questions: the JIP test. Photosynthesis: from Light to Biosphere, 977-980. http://dx.doi.org/10.1007/978-94-009-0173-5_1142
  61. Strasser, RJ., Srivastava, A., & Tsimilli-Michael, M. (2000). The fluorescence transient as a tool to characterize and screen photosynthetic samples. Probing Photosynthesis: Mechanisms, Regulation and Adaptation, 445-483.
  62. Strasser, RJ., Tsimilli-Michael, M., Qiang, S., & Goltsev, V. (2010). Simultaneous in vivo recording of prompt and delayed fluorescence and 820-nm reflection changes during drying and after rehydration of the resurrection plant Haberlea rhodopensis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Bioenergetics, 1797(6-7), 1313-1326. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2010.03.008
  63. Stutte, G.W., Endey, S., & Skerritt, T. (2009). Photoregulation of bioprotectant content of red leaf lettuce with light-emitting diodes. Journal of HortiScience, 44, 79-82. http://doi.org/10.21273/HORTSCI.44.1.79
  64. Suetsugu, N., Takami, T., Ebisu, Y., Watanabe, H., Iiboshi, C., Doi, M., & Shimazaki, K. (2014). Guard cell chloroplasts are essential for blue light-dependent stomatal opening in Arabidopsis. PLoS One, 9, e108374. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0108374
  65. Talbott, L.D., Nikolova, G., Ortiz, A., Shmayevich, I., & Zeiger, E. (2002). Green light reversal of blue-light-stimulated stomatal opening is found in a diversity of plant species. American Journal of Botany, 89, 366-368. https://doi.org/10.3732/ajb.89.2.366
  66. Taulavuori, K., Pyysalo, A., Taulavuori, E., & Julkunen-Tiitto, R., (2018). Responses of phenolic acid and flavonoid synthesis to blue and blue-violet light depends on plant species. Environmental and Experimental Botany, 150, 183-187. https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2018.03.016
  67. Trouwborst, G., Hogewoning, S.W., Van Kooten, O., Harbinson, J., & Van Ieperen, W., (2016). Plasticity of photosynthesis after the ‘red light syndrome’in cucumber. Environmental and Experimental Botany, 121, 75-82.
  68. Urbonaviciute, A., Samuoliene, G., Brazaityte, A., Ulinskaite, R., Jankauskiene, J., Duchovskis, P., & Zukauskas, A. (2008). The possibility to control the metabolism of green vegetables and sprouts using light emitting diode illumination. Sodininkyste ir Darzininkyste, 27, 83-92.
  69. Veiga, T.A.M., King-Díaz, B., Marques, A.S.F., Sampaio, O.M., Vieira, P.C., & Lotina-Hennsen, B. (2013). Furoquinoline alkaloids isolated from Balfourodendron riedelianum as photosynthetic inhibitors in spinach chloroplasts. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 120, 36-43. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2013.01.006
  70. Verma, S.K., Gantait, S., Jeong, B.R., & Hwang, S.J. (2018). Enhanced growth and cardenolides production in Digitalis purpurea under the influence of different LED exposures in the plant factory. Scientific Reports, 8, 18009.
  71. Wu, M.C., Hou, C.Y., Jiang, C.M., Wang, Y.T., Wang, C.Y., Chen, H.H., & Chang, H.M. (2007). A novel approach of LED light radiation improves the antioxidant activity of pea seedlings. Food Chemistry, 101, 1753-1758.
  72. XiaoYing, L., ShiRong, G., ZhiGang, X., XueLei, J., & Tezuka, T. (2011). Regulation of chloroplast ultrastructure, cross-section anatomy of leaves, and morphology of stomata of cherry tomato by different light irradiations of light-emitting diodes. HortScience, 46, 217- 221. http://doi.org/10.21273/HORTSCI.46.2.217
  73. Zheng, L., & Van Labeke, M.C. (2018). Effects of different irradiation levels of light quality on Chrysanthemum. Scientia Horticulturae, 233, 124-131. http://doi.org/10.1016/j.scienta.2018.01.033
  74. Zlatev, ZS., & Yordanov, IT. (2004). Effects of soil drought on photosynthesis and chlorophyll fluorescence in bean plants. Bulgarian Journal of Plant Physiology, 30, 3–18.
آمار
تعداد مشاهده مقاله: 4,173
تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 1,166


سامانه مدیریت نشریات علمی. قدرت گرفته از سیناوب