تعیین شرایط بهینه تولید پپتیدهای ضداکسایش حاصل از هیدرولیز تریپتیکی پروتئین هسته انار

مجله پژوهشهای علوم و صنایع غذایی ایران

مقاله 12، دوره 19، شماره 1 - شماره پیاپی 79، فروردین و اردیبهشت 1402، صفحه 181-194   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی فارسی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22067/ifstrj.2022.76797.1174

نویسندگان

مریم رحیمی پناه¹؛ علیرضا صادقی ماهونک^{* 1}؛ محمد قربانی¹؛ هدی شهیری طبرستانی¹؛ محسن نبی میبدی²

¹گروه علوم و صنایع غذایی، دانشکده صنایع غذایی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران

²مرکز تحقیقات علوم دارویی و داروسازی سنتی، دانشکده داروسازی، دانشگاه علوم پزشکی شهید صدوقی، یزد، ایران

چکیده

این مطالعه به بررسی شرایط بهینه برای هیدرولیز آنزیمی پروتئین هسته انار با استفاده از روش‌ سطح پاسخ و تاثیر هیدرولیز بر ساختار پروتئین می‌پردازد. در ابتدا استخراج ایزوله پروتئین صورت گرفت، سـپس بهینه‌سازی شرایط هیدرولیز پروتئین با استفاده از آنزیم تریپسین و طرح مرکب مرکزی تعیین شد. تاثیر متغیرهای مستقل شامل دما (۳۰ تا 45 درجه سانتی‌گراد)، زمان (30 تا 180 دقیقه) و نسبت آنزیم به سوبسترا (1 تا 3 درصد وزنی/وزنی) بر فعالیت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH و قدرت کاهندگی یون فریک به عنوان پاسخ‌های این روش مورد ارزیابی قرار گرفتند. در شرایط بهینه به دست آمده از روش سطح پاسخ (دما: 6/37 درجه سانتی‌گراد، زمان: 55/136 دقیقه و نسبت آنزیم به سوبسترا: 2/2 درصد)، هیدرولیزهای مشتق شده، از قدرت مهارکنندگی رادیکال آزاد DPPH (به میزان 89/0±87 درصد) و توان کاهندگی یون فریک (به میزان 44/0±293/0) برخوردار بودند. در این شرایط، درجه هیدرولیز پروتئین برابر با 1±1/30 درصد بود. افزایش در میزان آبگریزی سطحی پروتئین پس از فرآیند هیدرولیز نشان‌دهنده باز شدن زنجیر پروتئینی هسته انار و آشکار شدن ساختار آن در طی واکنش بود. با استفاده از روش الکتروفورز، وجود پپتیدهایی با وزن مولکولی کم (کمتر از ۱۱ کیلودالتون) تایید شد. ارزیابی تصاویر به دست آمده از میکروسکوپ الکترونی روبشی نشان‌دهنده بازشدن ساختار پروتئین و تولید قطعات کوچک‌تر در پی اعمال تیمار آنزیمی بود. طبق نتایج به‌دست آمده پروتئین هیدرولیز شده هسته انار توسط آنزیم تریپسین از قابلیت ضداکسایشی مناسبی برخوردار است.

کلیدواژه‌ها

آبگریزی سطحی؛ الکتروفورز؛ میکروسکوپ الکترونی روبشی؛ هسته انار؛ هیدرولیز آنزیمی

مراجع

1. Akbarbaglu, Z., Mahdi Jafari, S., Sarabandi, K., Mohammadi, M., Khakbaz Heshmati, M., & Pezeshki, A. (2019). Influence of spray drying encapsulation on the retention of antioxidant properties and microstructure of flaxseed protein hydrolysates. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces 178: 421–429. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2019.03.038.
2. Aluko, R.E. (2015). Structure and function of plant protein-derived antihypertensive peptides. Current Opinion in Food Science 4: 44–50. https://doi.org/10.1016/j.cofs.2015.05.002.
3. Chalamaiah, M., Yu, W., & Wu, J. (2017). Immunomodulatory and anticancer protein hydrolysates (peptides) from food proteins : a review. Food Chemistry 245: 205–222. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2017.10.087.
4. Cotabarren, J., Rosso, A.M., Tellechea, M., García-, J., Rivera, J.L., & Obregón, W.D. (2019). Adding value to the chia (Salvia hispanica) expeller: Production of bioactive peptides with antioxidant properties by enzymatic hydrolysis with Papain. Food Chemistry 274: 848–856. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2018.09.061.
5. Derakhshan, Z., Ferrante, M., Tadi, M., Ansari, F., Heydari, A., & Hosseini, M.S. (2018). Antioxidant activity and total phenolic content of ethanolic extract of pomegranate peels, juice and seeds. Food and Chemical Toxicology. https://doi.org/10.1016/j.fct.2018.02.023.
6. Fathi, M., Hosseini, F.S., & Rashidi, L. (2022). Optimized enzymatic hydrolysis of olive pomace proteins using response surface methodology. Applied Food Biotechnology 9(2): 79–90. https://doi.org/10.22037/afb.v9i2.36192.
7. Gerzhova, A., Mondor, M., Benali, M., & Aider, M. (2016). Study of total dry matter and protein extraction from canola meal as affected by the pH, salt addition and use of zeta-potential/turbidimetry analysis to optimize the extraction conditions. Food Chemistry 201: 243–252. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.01.074.
8. Hall, F., Johnson, P.E., Liceaga, A., & Johnson, P.E. (2018). Effect of enzymatic hydrolysis on bioactive properties and allergenicity of cricket (Gryllodes sigillatus) protein. Food Chemistry. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2018.04.058.
9. Hamzeh, A., Rezaei, M., Khodabandeh, S., Motamedzadegan, A., Noruzinia, M., & Regenstein, J. Mac. (2019). Optimization of antioxidant peptides production from the mantle of cuttlefish (Sepia pharaonis) using RSM and fractionation. Journal of Aquatic Food Product Technology 28(4): 392–401. https://doi.org/10.1080/10498850.2019.1594480.
10. Houde, M., Khodaei, N., Benkerroum, N., & Karboune, S. (2018). Barley protein concentrates: Extraction, structural and functional properties. Food Chemistry 254: 367–376. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2018.01.156.
11. Islam, M.S., Hongxin, W., Admassu, H., Noman, A., Ma, C., & An wei, F. (2021). Degree of hydrolysis, functional and antioxidant properties of protein hydrolysates from Grass Turtle (Chinemys reevesii) as influenced by enzymatic hydrolysis conditions. Food Science and Nutrition 9(8): 4031–4047. https://doi.org/10.1002/fsn3.1903.
12. Jahanbani, R., Ghaffari, S.M., Salami, M., Vahdati, K., Sepehri, H., & Sarvestani, N.N. (2016). Antioxidant and anticancer activities of walnut (Juglans regia) protein hydrolysates using different proteases. Plant Foods for Human Nutrition 71(4): 402–409. https://doi.org/10.1007/s11130-016-0576-z.
13. Jin, F., Wang, Y., Tang, H., Regenstein, J.M., & Wang, F. (2020). Limited hydrolysis of dehulled walnut (Juglans regia) proteins using trypsin: Functional properties and structural characteristics. Lwt 133(35): 110035. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2020.110035.
14. Kato, A., & Nakai, S. (1980). Hydrophobicity determined by a fluorescence probe. Biochimica et Biophysica Acta 624: 13–20.
15. Kim, S.S., Ahn, C.B., Moon, S.W., & Je, J.Y. (2018). Purification and antioxidant activities of peptides from sea squirt (Halocynthia roretzi) protein hydrolysates using pepsin hydrolysis. Food Bioscience 25: 128–133. https://doi.org/10.1016/j.fbio.2018.08.010.
16. Kurozawa, L.E., Park, K.J., & Hubinger, M.D. (2008). Optimization of the enzymatic hydrolysis of chicken meat using response surface methodology. Journal of Food Science 73(5). https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2008.00765.x.
17. Laemmli, U.K. (1970). Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227(5259), 680–685. https://doi.org/10.1038/227680a0.
18. Maluf, J.U., Fiorese, M.L., Maestre, K.L., Dos Passos, F.R., Finkler, J.K., Fleck, J.F., & Borba, C.E. (2020). Optimization of the porcine liver enzymatic hydrolysis conditions. Journal of Food Process Engineering 43(4). https://doi.org/10.1111/jfpe.13370.
19. Meshginfar, N., Sadeghi, A., Farah, M., Tsopmo, A., Mahoonak, A.S., Hosseinian, F., & Tsopmo, A. (2019). Physicochemical, antioxidant, calcium binding, and angiotensin converting enzyme inhibitory properties of hydrolyzed tomato seed proteins. Journal of Food Biochemistry 43(2): 1–10. https://doi.org/10.1111/jfbc.12721.
20. Mirzapour, M., Rezaei, K., Sentandreu, M.A., & Moosavi-movahedi, A.A. (2016). In vitro antioxidant activities of hydrolysates obtained from Iranian wild almond (Amygdalus scoparia) protein by several enzymes. International Journal of Food Sciences and Technology 51: 609–616. https://doi.org/10.1111/ijfs.12996.
21. Nioi, C., Kapel, R., Rondags, E., & Marc, I. (2012). Selective extraction, structural characterisation and antifungal activity assessment of napins from an industrial rapeseed meal. Food Chemistry 134(4): 2149–2155. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2012.04.017.
22. Nourmohammadi, E., Sadeghimahoonak, A., Ghorbani, M., Alami, M., & Sadeghi, M. (2017). The optimization of the production of anti-oxidative peptides from enzymatic hydrolysis of Pumpkin seed protein. Iranian Food Science and Technology Research Journal 13(1): 14–26. https://doi.org/10.22067/ifstrj.v1395i0.45423.
23. Olivares-Galván, S., Marina, M.L., & García, M.C. (2020). Extraction and characterization of antioxidant peptides from fruit residues. Foods 9(8): 1018. https://doi.org/10.3390/FOODS9081018.
24. Ranjbar Nadamani, E., Sadeghi Mahoonak, A., Ghorbani, M., Jakobson, S., & Khori, V. (2020). Optimization of Cajanus Cajan’s antioxidant and nutritional characteristics during hydrolysis process by pepsin using response surface method. Iranian Food Science and Technology Research Journal 15(5): 583–596. https://doi.org/10.22067/ifstrj.v15i4.76968.
25. Singh, T.P., Siddiqi, R.A., & Sogi, D.S. (2018). Statistical optimization of enzymatic hydrolysis of rice bran protein concentrate for enhanced hydrolysate production by papain. LWT - Food Science and Technology. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2018.09.014.
26. Talekar, S., Patti, A.F., Singh, R., Vijayraghavan, R., & Arora, A. (2018). From waste to wealth : High recovery of nutraceuticals from pomegranate seed waste using a green extraction process. Industrial Crops & Products 112: 790–802. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2017.12.023.
27. Tehranifar, A., Zarei, M., Nemati, Z., Esfandiyari, B., & Reza, M. (2010). Investigation of physico-chemical properties and antioxidant activity of twenty Iranian pomegranate (Punica granatum) cultivars. Scientia Horticulturae 126(2): 180–185. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2010.07.001.
28. Wang, D., & Shahidi, F. (2018). Protein hydrolysate from turkey meat and optimization of its antioxidant potential by response surface methodology. Poultry Science 97(5): 1824–1831. https://doi.org/10.3382/ps/pex457.
29. Xie, J., Du, M., Shen, M., Wu, T., & Lin, L. (2019). Physico-chemical properties, antioxidant activities and angiotensin-I converting enzyme inhibitory of protein hydrolysates from Mung bean (Vigna radiate). Food Chemistry 270(235): 243–250. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2018.07.103.
30. Zang, X., Yue, C., Wang, Y., Shao, M., & Yu, G. (2019). Effect of limited enzymatic hydrolysis on the structure and emulsifying properties of rice bran protein. Journal of Cereal Science 85: 168–174. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2018.09.001.